Casos Clínicos de Animales Exóticos - Xavier Valls Badía & Javier Vergés Bueno - 1a Edición

SAVE OFFLINE

'%737'0È2-'37()

ERMQEPIW I\zXMGSW 1/320

Figura 5. • Proteinograma de un conejo positivo a Encephalitozoon cuniculi. • Resultado de la inmunofluorescencia indirecta.

53

54

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

Caso ClíniCo 9

Infestación por ácaros de los oídos en Conejo (Oryctolagus cuniculus)

reseña del paCiente Especie

Conejo (Oryctolagus cuniculus).

Edad

2 años.

Sexo

Macho.

Motivo de la consulta

El conejo se rasca constantemente las orejas.

Historia ClíniCa

exploraCión del animal

Hasta el momento el animal no había sido visitado por ningún veterinario. No está vacunado ni desparasitado. Tiene 2 años y es un conejo adulto de gran tamaño (pesa 3,7 kg). Los propietarios lo adquirieron en una granja de conejos de engorde. El animal come mucho heno, un pienso que les venden en la granja de engorde (pienso ad libitum) y verduras frescas; vive en una habitación grande y lo han acostumbrado a orinar y defecar en una bandejita.

El conejo tiene mucha grasa, por lo que es difícil palparle el abdomen. En la boca no se observan alteraciones destacables y las orejas presentan gran cantidad de costras y detritus (figs. 1 y 2). Si se examina detalladamente el interior de las orejas con un otoscopio se pueden ver puntitos negruzcos que se mueven sin cesar. El resto de la exploración del conejo no aporta ningún otro dato de interés.

síntomas ClíniCos El animal tiene prurito y se rasca las orejas. Hay costras y mucha cera en el interior de las orejas.

diagnóstiCo diferenCial • Otitis bacteriana o fúngica. • Otitis parasitaria.

pruebas Complementarias de exploraCión Se extrae parte del contenido de una de las orejas y se realiza una extensión sobre un portaobjetos con una gota de aceite mineral. Se examina en el microscopio a pocos aumentos y se detectan varios ácaros, en concreto, Psoroptes cuniculi (figs. 3 y 4).

Figura 1. Oreja del conejo blanco del caso, procedente de una granja pero que se mantiene como mascota. El animal sacudía la cabeza y se rascaba ambos pabellones auriculares con las extremidades posteriores.

Figura 2. Detalle de las costras que tiene el conejo en el conducto auditivo.

enfermedades infeCCiosas y parasitarias

3

macho

larvas Hembra

4

Figuras 3 y 4. Observación directa del material costroso extraído de las orejas del conejo. Se aprecian numerosos ácaros, Psoroptes cuniculi.

| Figura 5. Ivermectina. Tratamiento de elección de la otoacariasis en conejos: 200-400 μg de ivermectina subcutánea cada 15 días hasta resolver el problema (suelen requerir de 2 a 3 sesiones).

tratamiento y seguimiento del Caso

observaCiones

El animal se trata con inyecciones de ivermectina subcutánea a dosis de 400 µg/kg (Ivomec®) (fig. 5). Repetimos la inyección a los 15 días y aprovechamos para hacer una limpieza ótica y retirar los restos de costras y cera acumulados. En este animal fue necesaria una tercera desparasitación con ivermectina subcutánea a los 15 días de la segunda dosis. También se podría haber tratado al paciente con ivermectina oral. En otras especies de mamíferos exóticos solemos usar como antiparasitario el fipronilo (Frontline®); sin embargo, en conejos resulta muy tóxico por lo que no debe emplearse este producto para desparasitarlos.

En este caso clínico se expone una enfermedad parasitaria muy corriente en animales de granja pero poco común en los conejos enanos que se venden como mascotas. Después de varios años de experiencia trabajando con mamíferos exóticos, he detectado en varias ocasiones ácaros de los oídos en conejos y el denominador común entre todos los pacientes es que procedían de una granja de conejos de engorde para consumo humano (conejo blanco o conejos criados para el uso de su piel). Es importante revisar siempre los oídos de los conejos, ya que son relativamente frecuentes los problemas en el conducto auditivo externo. En ocasiones vemos infecciones purulentas, sobre todo, en conejos de orejas caídas (raza Belier).

55

56

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

Caso ClíniCo 10

Absceso dental en Conejo (Oryctolagus cuniculus)

Historia ClíniCa Trosky es un conejo con un amplio historial de problemas dentales desde hace años. El animal se ha ido revisando y tratando regularmente en la Clínica Exòtics. Está correctamente vacunado y desparasitado. Es un macho que se esterilizó cuando tenía un año y medio de vida. Ahora acude a la consulta porque no come prácticamente nada. Con 2 años de edad nuestro paciente comenzó a manifestar problemas de drenaje del conducto nasolagrimal. Masajeando la zona que va desde el canto medial del ojo a la narina y administrando un colirio de dexametasona y gentamicina (Colircusí Gentadexa®) el paciente mejoró y no experimentó una recaída del proceso (en las figuras 1.1-1.4 se muestra cómo realizar esta intervención utilizando colirio anestésico doble para evitar el dolor cuando se manipula el ojo). Las figuras 1.5 y 1.6 muestran dos radiografías con contraste yodado en las que se detalla la localización del conducto nasolagrimal. A los 4 años de edad se detectó un sobrecrecimiento de incisivos y molares, por lo que se procedió a realizar un corte de los incisivos y un limado de los molares bajo anestesia (figs. 2 y 3). En su quinto año de edad ingresó en la clínica a causa de un absceso en la zona intermandibular. Se realizó una intervención quirúrgica pero posteriormente aparecieron nuevos abscesos en la zona rostral, siempre ligados a una raíz dental. Se muestran imágenes radiográficas en proyección oblicua de un cráneo normal y de otro que presenta inicio de enfermedad dental (ED) en conejo (figs. 4 y 5). Figura 1.4. Conectamos al catéter una jeringuilla de 3 o 5 ml con suero fisiológico e instilamos el líquido, que veremos aparecer inmediatamente en el orificio nasal correspondiente. En los casos de obstrucción del conducto, no aparece el suero por la nariz y se debe plantear realizar radiografías de la cabeza con contraste en el conducto nasolagrimal para localizar el problema.

reseña del paCiente Especie

Conejo (Oryctolagus cuniculus).

Edad

4 años.

Sexo

Macho.

Motivo de la consulta

El animal tiene un amplio historial de patologías dentales desde hace años. Esta vez los propietarios acuden porque el conejo tiene dificultad para comer.

| Figura 1.1. Localización del orificio de entrada al conducto nasolagrimal, en el canto medial del ojo.

Figuras 1.2-1.3. Tras administrar un anestésico doble ocular, colocamos un catéter intravenoso sin fiador de 24G por el orificio y lo desplazamos cranealmente.

patologías dentales

| Figura 1.7. Contraste que utilizamos para marcar el trayecto del conducto nasolagrimal.

Figura 1.5. Radiografía VD de la cabeza de un conejo en la que se aprecia el conducto nasolagrimal derecho marcado con flechas blancas. Utilizamos contrastes yodados.

Figura 1.6. Radiografía LL de la cabeza de un conejo en la que se aprecia el conducto nasolagrimal derecho marcado con flechas blancas.

Figura 2. Conejo con sobrecrecimiento de los dientes incisivos. Este animal es candidato a una extracción de estas piezas dentarias para resolver el problema bucal.

Figura 3. Uso de diferente material para la exploración y limado de los dientes molares y maxilares en los lagomorfos.

síntomas ClíniCos

diagnóstiCo diferenCial

El motivo de la visita a nuestro centro es siempre el mismo: el animal deja de comer y pierde peso. En esta ocasión la lesión más destacable es la presencia de un absceso de grandes dimensiones en la zona mandibular. El animal está apático y ha perdido mucho peso.

• Absceso dental o enfermedad dental. • Neoplasia. • Sobrecrecimiento de dientes premolares y molares.

exploraCión del animal Se aprecia una masa blanda a la palpación de grandes dimensiones a nivel de la unión entre las dos mandíbulas, compatible con un absceso de la raíz de los dientes incisivos. El animal está un poco delgado y manifiesta dolor cuando intenta comer. Se acerca a la comida pero en el momento de la aprehensión del alimento gira la cabeza y se va (comentario de la propietaria).

pruebas Complementarias de exploraCión Se realizan radiografías de la cabeza del conejo para evaluar la raíz de los dientes y el aspecto radiológico de la masa. Mostramos imágenes radiológicas del mismo animal (figs. 4-8) tomadas en etapas diferentes de la enfermedad dental que padece desde hace años, así como una imagen de cabeza de un conejo normal para comparar, y radiografías del animal con 7 años de edad, justo antes de su muerte, en las que se aprecia la boca con una enfermedad dental terminal (figs. 9 y 10).

57

58

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

Figura 4. Proyección O de la cabeza de un conejo con las raíces de los dientes mandibulares normales.

Figura 5. Radiografía O de un conejo con inicio de enfermedad dental (ED). Se puede ver cómo las raíces de los dientes mandibulares se alargan y modifican la corteza ventral mandibular.

radiografías de trosKy a distintas edades

Figura 6. Radiografía O, se observa un inicio de enfermedad dental (ED), en los dientes mandibulares y en los dientes incisivos, 4 años de edad.

Figura 7. Radiografía O, se observan lesiones más avanzadas de ED (mineralización difusa en la zona de las raíces de los dientes), así como crecimiento y osteolisis del hueso mandibular. 6 años de edad.

9

10

Figura 8. Radiografía RC de Trosky a los 6 años de edad. Se observa una intensa mineralización de las raíces dentales.

Figuras 9 y 10. Trosky, 7 años de edad: radiografía laterolateral-oblicua y dorsoventral respectivamente. Se observan lesiones terminales de ED (mineralización extrema, difusa e irregular adyacente a las áreas de pérdida ósea).

patologías dentales

diagnóstiCo final

12

Absceso apical, con exostosis mandibular y sobrecrecimiento de dientes premolares y molares.

tratamiento y seguimiento del Caso Los abscesos dentales los solemos tratar de diferentes maneras en función de la localización, el tamaño y los tejidos afectados. En esta ocasión se realizó un drenaje del absceso bajo anestesia y se marsupializó ante la imposibilidad de reseccionar la cápsula (figs. 11-15). El protocolo anestésico utilizado en este paciente es el siguiente: para la preanestesia se combina dexmetomidina/ ketamina/butorfanol, posteriormente se intuba al animal y se mantiene la anestesia con gases (isoflurano). En el caso de Trosky, al tratarse de un animal de edad avanzada que se ha operado en numerosas ocasiones, las dosis de preanestésicos se ha reducido a la mitad (ver dosis en pág. 63).

13

Figura 11. Preparación de la zona mandibular para la extracción del absceso.

15

14

Figuras 12-14. Sección, limpieza y marsupialización del absceso mandibular.

| Figura 15. Absceso marsupializado. En esta figura también se pueden ver los incisivos rudimentarios de Trosky en el momento de la intervención quirúrgica.

59

60

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

La herida marsupializada se limpia diariamente con gasas con clorhexidina al 2% y se rellena el espacio, antes ocupado por el material purulento, con gasas impregnadas de ampicilina (Britapen®) (fig. 16), con pomada antibiótica (Silvederma®) o con miel. Se trata con inyecciones subcutáneas de ceftazidima a dosis de 20 mg/kg cada 24 horas (Fortam®) (fig. 17). La inflamación se controla con meloxicam a dosis de 0,2 mg/ kg IM o PO cada 24 horas (Metacam®). Este tratamiento se aplica durante 7-10 días, hasta que el tejido de granulación crece y rellena el espacio ocupado por las gasas. El conejo cicatriza rápidamente y la piel cubre la zona afectada. El gran problema que tenemos con este paciente es conseguir que el animal vuelva a comer por sí mismo, ya que las ramas mandibulares y la boca le duelen mucho y cada vez que se interviene clínicamente tiene una parada digestiva. Para controlar el dolor alternamos tratamientos con meloxicam, a la dosis anteriormente indicada; prednisona, a dosis de 0,5 a 2 mg/kg cada 12 horas en el tramo final de la enfermedad dental; tramadol, a dosis de 4 mg/kg PO cada 8-12 horas según efecto (fig. 18); estimulantes del tránsito intestinal como la cinitaprida (Cidine®) (fig. 19) y antiácidos/ protectores de la mucosa gástrica como la ranitidina, a dosis de 4 mg/kg SC o PO cada 12 horas, o el sucralfato, a dosis de 25 mg/kg PO cada 12 horas (fig. 20). Durante su recuperación se le alimenta de manera forzada con papilla especialmente diseñada para especies herbívoras: papilla Oxbow Critical Care® (fig. 21).

Figura 16. Antibiótico usado | para impregnar las gasas que se colocan en el interior del absceso. Se cambian cada 48 horas hasta su curación.

Figura 17. Antibiótico administrado | vía subcutánea para evitar la formación de nuevos abscesos en la zona rostral del conejo.

Figura 18. Trosky se trató a lo largo | de su vida con distintos productos para controlar el dolor, entre ellos uno que nos funcionó muy bien fue el tramadol.

Figura 19. Cada vez que Trosky era | anestesiado, teníamos problemas de parada intestinal. El uso de la cinitaprida ayudó al estímulo del tránsito intestinal.

Figura 20. Administramos | protectores gástricos como el sucralfato.

Figura 21. Alimentamos con papillas | para animales herbívoros en estado crítico los días siguientes a la intervención, hasta que el conejo recuperó el apetito.

patologías dentales

22

23

Figuras 22 y 23. Radiografía DV y LL de Trosky cuando acudió a la clínica con disnea y ED terminal. El animal tenía hemotórax y una hepatitis grave. En las radiografías de tórax se observa el aumento de radiodensidad de la caja torácica, que no permite ver ni los pulmones ni la silueta cardiaca.

observaCiones Los abscesos dentales son muy frecuentes en conejos. Las causas que predisponen a padecer este tipo de problemas son variadas, las genéticas, metabólicas, alimentarias y traumáticas son las más comunes. En este caso, no solo queremos mostrar cómo resolvemos un absceso puntual, sino también queremos explicar cómo manejamos problemas dentales crónicos en esta especie. El conejo Trosky ha sido paciente de la clínica durante siete años; en los últimos tres años las visitas a la clínica fueron regulares debido a problemas en la boca, bien por sobrecrecimiento de incisivos, problemas de “picos” en los dientes premolares, y abscesos más o menos localizados. El animal vivió con estos problemas dentales pero siempre

24

consideramos que tenía buena calidad de vida, ya que al recuperarse de una cirugía volvía a comer con ganas y recuperaba peso. Al final entró en una fase de apatía, debilitamiento y pérdida grave de su masa muscular, por lo que ante la falta de respuesta a los fármacos y tratamientos planteados se decidió su eutanasia. Momentos antes de la eutanasia se realizaron radiografías del tórax (figs. 22 y 23). Posteriormente se practicó una necropsia y pudo observarse un hemotórax (fig. 24) y lesiones graves en el hígado compatibles con una hepatitis bacteriana o inflamatoria, probablemente a consecuencia de los tratamientos reiterados para las patologías dentales durante los últimos años (fig. 25).

25

Figuras 24 y 25. Necropsia del conejo. Se observa la presencia de líquido sanguinolento en el tórax y el hígado con la superficie irregular y un punteado amarillento que afecta a todo el parénquima del órgano.

61

62

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

Caso ClíniCo 11

Extracción de incisivos en Conejo (Oryctolagus cuniculus)

reseña del paCiente Especie

Conejo (Oryctolagus cuniculus).

Edad

3 años.

Motivo de la consulta

Sobrecrecimiento de incisivos. El animal tiene problemas para comer, le crecen los dientes incisivos al no encajar correctamente los dos superiores con los dos inferiores.

Historia ClíniCa

síntomas ClíniCos

El paciente acude con frecuencia a la clínica. Se le cortan los incisivos cada mes aproximadamente. El conejo está bien vacunado y desparasitado. El problema del sobrecrecimiento de los incisivos empezó hace un año, después de que el animal se diera un golpe en la boca.

Los dientes incisivos no los desgasta correctamente y crecen en exceso. Los incisivos llegan a clavarse en los labios y el animal deja de comer. Se muestran imágenes de dos conejos con problemas de sobrecrecimiento exagerado de los incisivos (figs. 1 y 2).

exploraCión del animal

Figura 1. Sobrecrecimiento de los dientes incisivos maxilares y mandibulares en un conejo adulto.

Figura 2. Sobrecrecimiento de los dientes incisivos maxilares y mandibulares en un conejo joven de 2 meses de edad.

Sobrecrecimiento de los dos incisivos maxilares principales y de los incisivos inferiores. El conejo padece esta patología desde hace meses. Aproximadamente cada mes se le recortan y liman los incisivos. Los propietarios no se atreven a cortar ellos mismos los dientes del conejo por lo que acuden mensualmente a la clínica. Tras meses de cortar los dientes con un cortauñas y unas tenazas quirúrgicas (fig. 3), los dueños optan por operar al animal y extirparle los seis incisivos: los cuatro principales (visibles a simple vista), y los dos incisivos secundarios maxilares (que se localizan detrás de los principales) (fig. 4). Adjuntamos imagen de una radiografía de un conejo con sobrecrecimiento exagerado de los dientes incisivos (figs. 5a y 5b).

| Figura 3. Cortauñas y tenazas que utilizamos para cortar los dientes incisivos.

patologías dentales

a

Figura 4. Radiografía DV en la que se marcan los dientes incisivos secundarios (flechas). También conocido como incisivo vestigial o segundo diente incisivo maxilar.

b

diagnóstiCo diferenCial Los conejos tienen problemas de sobrecrecimiento de incisivos por: • Maloclusión por causas genéticas. • Maloclusión por traumatismo maxilar o mandibular. • Dieta inadecuada pobre en fibra. • Otras causas.

pruebas Complementarias de exploraCión Se realiza un análisis de sangre preoperatorio para descartar cualquier alteración interna previa del paciente. Los resultados son normales, por lo que se programa la cirugía para la extracción de los incisivos. El día de la cirugía, una vez que el paciente está sedado, se realiza un estudio radiográfico del cráneo del animal. Las proyecciones que solemos hacer son: laterolateral, ventrodorsal, rostrocaudal, oblicua derecha y oblicua izquierda.

tratamiento y seguimiento del Caso La cirugía de extracción de los incisivos consiste en desinsertar cada diente hasta su raíz y extraer la pieza dentaria entera. La parte del diente que se encuentra en el alveolo del maxilar/mandíbula suele ser considerablemente mayor que la que se ve desde el exterior. Para conseguir la exéresis del diente utilizamos agujas de 20 y 21G que aplanamos con alicates, un portagujas grande, mosquitos y gubias (figs. 6-8).

Figuras 5a y 5b. Radiografías LL y VD de un conejo con sobrecrecimiento de incisivos superiores.

Se anestesia e intuba al animal con un traqueotubo del 2 o 2,5 Rush lubricado con K-Y Jelly® y colocamos una gota de lidocaína en la zona epiglótica. El protocolo que usamos para la anestesia del animal es el que se describe en el libro Francis Harcourt-Brown: hidrocloruro de dexmedetomidina a dosis de 0,1 mg/kg IM, butorfanol a dosis de 0,5 mg/kg SC y ketamina a dosis de 10 mg/kg IM. Después de la cirugía, revertimos el efecto de la dexmedetomidina con clorhidrato de atipamezol a dosis que oscilan entre 0,5-1 mg/kg IM (suele ser la mitad o la misma cantidad de volumen que la usada con la dexmedetomidina) y también administramos meloxicam a dosis de 0,2 mg/kg SC. Se extirpan los cuatro incisivos principales y posteriormente los otros dos incisivos superiores, que son dos pequeños dientes cilíndricos situados justo detrás de los dos incisivos superiores (figs. 9-15). Si no se extirpa por completo la pieza dental, el diente, con el tiempo, vuelve a crecer ya que se trata de dientes de raíz abierta y crecen durante toda la vida del animal.

63

64

Casos ClíniCos de animales exótiCos

a

b

MAMÍFEROS

c

d

Figuras 6a-6d. Agujas “aplastadas”. Se fabrican con unas tenazas de punta redonda y permiten al clínico incidir entre los dientes y la encía, así se consigue romper los fuertes ligamentos que unen los dientes incisivos a los huesos mandibular y maxilar.

Figura 7. Tenazas que usamos para fabricar las agujas anteriormente mostradas.

a

b

c

Figuras 8a-8c. Material que usamos para la extracción y el corte de los dientes sobrecrecidos de los conejos.

seCuenCia gráfiCa de extraCCión de dientes inCisivos en Conejo 9

10

Figuras 9 y 10. Desinsertamos los ligamentos que unen el diente incisivo al hueso mandibular ayudándonos de agujas hipodérmicas “aplastadas”.

Patologías dentales

Figura 11. Con ayuda de unas pinzas hemostáticas o un portagujas, extraemos el incisivo desinsertado.

Figura 14. Imagen rostral del conejo una vez extirpados los seis dientes incisivos.

12

13

Figura 15. En ocasiones colocamos sendos puntos de sutura para cerrar los orificios de los dientes extirpados.

observaciones

Figuras 12 y 13. Realizamos la misma operación en cada uno de los dientes incisivos.

El posoperatorio consiste en procurar la alimentación forzada con papilla Oxbow® y administrar AINE (meloxicam a dosis de 0,2 mg/kg PO cada 24 horas) y antibioterapia (enrofloxacina a dosis de 5 mg/kg PO cada 12 horas durante 7 días). En nuestro caso el animal evolucionó correctamente, empezó a comer y a los 3 días de la operación se le dio el alta.

Aunque aparentemente parece una “bestialidad”, es la mejor opción en casos como el que comentamos. Los conejos tienen una dentición con las raíces abiertas, es decir, que los dientes crecen durante toda la vida. Si estas piezas dentales no se desgastan correctamente, pueden darle problemas una y otra vez. Teniendo en cuenta que la esperanza de vida de esta especie como mascotas ronda unos 8-10 años, en un animal joven es una buena opción plantear la extirpación completa de estas piezas dentales. Una vez extirpados los incisivos, los animales suelen comer sin problemas, ya que la principal función de estos dientes es la de introducir el alimento en la boca, hecho que pueden seguir realizando sin estas piezas dentarias.

65

66

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

Caso ClíniCo 12

Absceso apical de un molar en Conejo (Oryctolagus cuniculus)

reseña del paCiente Especie

Conejo enano (Oryctolagus cuniculus).

Edad

5 años.

Sexo

Macho.

Motivo de la consulta

Los propietarios le ven un “ojo blanco”. Parece que no ve correctamente.

Historia ClíniCa

exploraCión del animal

Bunny es un conejo macho adulto de 5 años de edad. Hace unos días que lo ven un poco parado, no come tanto y se frota el ojo derecho con la extremidad anterior. El propietario le ve el “ojo blanco” y decide traerlo a consulta. El historial del animal es normal, acude a los controles anuales y lleva las vacunas y las desparasitaciones al día.

El paciente está algo delgado. La boca y los dientes molares son aparentemente normales. No hay sobrecrecimiento de dientes ni abscesos palpables desde el exterior, tampoco se visualizan alteraciones remarcables de las arcadas dentarias cuando exploramos la boca con un otoscopio. El tronco, las extremidades y el abdomen están normales. Al explorar el ojo derecho, el animal manifiesta dolor. Se limpia la córnea de este ojo con suero fisiológico y se realiza un test de fluoresceína para valorar dicha estructura. Se aprecia una extensa úlcera corneal, aunque lo que más nos llama la atención es el marcado exoftalmos del ojo derecho.

síntomas ClíniCos El animal tiene la cuenca orbitaria derecha aumentada de tamaño, los párpados del ojo derecho no cierran completamente y la córnea de este ojo tiene un aspecto blanquecino. Además, la córnea del ojo derecho presenta gran cantidad de pelo pegado y se pueden observar legañas (lágrima seca) en torno a los párpados (fig. 1).

diagnóstiCo diferenCial • Úlcera corneal por traumatismo. • Panoftalmitis por infección bacteriana o parasitaria (Encephalitozoon cuniculi). • Absceso retrobulbar o absceso apical de un molar. • Neoplasia retrobulbar.

pruebas Complementarias de exploraCión Se realiza un test de fluoresceína pero el propietario no acepta realizar más pruebas ante la sospecha de que se trate de un problema retrobulbar. Recomendamos realizar una radiografía y/o ecografía (pruebas que no se realizan por cuestiones económicas). Entonces se le propone realizar una enucleación del ojo afectado para resolver el problema.

| Figura 1. Conejo Bunny con exoftalmos unilateral.

Patologías dentales

Figura 2. Detalle de la boca del animal. Si se mira detenidamente el último molar del maxilar derecho, se ve una secreción blanquecina, punto por el que drena el absceso retrobulbar a la cavidad oral.

Figura 3. Separador Barraquer. Conejo con uveítis provocada por Encephalitozoon cuniculi.

diagnóstico final

tratamiento y seguimiento del caso

Tras la cirugía se confirma la sospecha clínica inicial de un problema retrobulbar del ojo derecho. Al encontrar un gran absceso a este nivel, se explora a fondo la cavidad oral y se observa la presencia de material purulento entre el diente y la encía del último molar del maxilar derecho (fig. 2). La conclusión a la que llegamos es que se trata de un absceso apical de la raíz de los últimos dientes maxilares del lado derecho.

En este caso concreto, debido a las limitaciones clínicas a la que nos obliga el propietario y a las graves lesiones oculares, se optó por realizar una enucleación y así se consiguió determinar la causa del exoftalmos unilateral. Se anestesia al conejo siguiendo el mismo protocolo anestésico ya mencionado en casos anteriores (dexmedetomidina/ketamina/butorfanol, intubación, anestesia inhalatoria con isoflurano y finalmente atipamezol para revertir el efecto de la dexmedetomidina). Utilizamos material quirúrgico general y de oftalmología (pinzas Adson, tijeras de iris, pinzas hemostáticas, etc.), separador de párpados Barraquer (fig. 3), suturas metálicas (Ligating titanium clips®) (fig. 4), suturas de polipropileno (Premilene® 3/0), electrobisturí bipolar (Ellman®), hisopos estériles (figs. 5 y 6) y colágeno en polvo (Catrix®) o en malla (Lyoplant®) (fig. 7) para controlar las hemorragias que frecuentemente se dan cuando se accede a la red venosa que se localiza en la parte posterior del globo ocular. Se depila y desinfecta la zona con povidona yodada. Desbridamos los músculos que sujetan el globo ocular con ayuda de las pinzas Adson y el electrobisturí, a continuación extirpamos el globo ocular colocando en la base de éste una sutura de polipropileno de 3/0 o una sutura metálica (clip hemostático de acero inoxidable o de titanio). Una vez desinsertado el globo ocular extraemos el ojo y visualizamos la red venosa retrobulbar (figs. 8-15). Es entonces cuando observamos en nuestro paciente la zona inflamada y engrosada, que al tocarla se hunde.

| Figura 4. Suturas metálicas (Ligating titanium clips®). En este caso se utilizan para evitar hemorragias al extirpar el globo ocular.

67

68

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

seCuenCia gráfiCa de enuCleaCión del ojo del Conejo

Figura 8. Depilación de la zona en torno al ojo afectado.

Figura 9. Observamos la gran úlcera en la córnea y la marcada exoftalmia unilateral.

Figura 10. Preparación del campo quirúrgico delimitando con tiras de esparadrapo de papel.

Figura 11. Se expone el ojo a enuclear en el campo estéril.

Figura 12. Con ayuda de tijeras de punta roma y tamaño pequeño se desinsertan los músculos y fascias que rodean al globo ocular.

Figura 13. Una vez desinsertado el globo ocular de las estructuras que lo sujetan y lo mueven, se localiza el nervio óptico.

14

15

Figuras 14 y 15. En la base del globo ocular se coloca una sutura de polipropileno o una sutura metálica (Ligaclip®, Hemoclip® o Ligating titanium clips®).

patologías dentales

observaCiones Se diseca la zona afectada con unas pinzas y tijeras de punta roma, y se extrae una gran cantidad de material purulento denso (figs. 16-22). Se trata de un absceso a nivel del hueso maxilar que ha crecido hacia la parte anterior de la órbita del ojo derecho. Para tratar el absceso lo drenamos, se limpia con soluciones de clorhexidina al 2% y se coloca en su interior una gasa impregnada de antibiótico (ceftazidima). Se extirpa el tercer párpado, para ello colocamos una pinza hemostática en la base de éste (fig. 20), se resecciona y luego se sutura el tejido subcutáneo con la cápsula del absceso y la piel con el fin de mantener el absceso abierto y así facilitar su drenaje (marsupialización); finalmente se recorta una fina porción de los márgenes de piel de ambos párpados y se sutura con un patrón continuo simple, dejando siempre una pequeña zona sin cerrar. El absceso, al estar marsupializado, se puede limpiar con cierta frecuencia cambiando también la gasa impregnada con los antibióticos (figs. 21 y 22). El posoperatorio consiste en antibioterapia con ceftazidima 20 mg/kg SC cada 24 horas (Fortam®) y en procurar la alimentación forzada a base de papillas de verduras, inicialmente papilla Oxbow® y luego con papillas caseras de verduras o potitos Nutribén verduras inicio®. También se administra un antiinflamatorio, en este caso meloxicam, inicialmente en inyecciones a dosis de 0,2 mg/kg SC cada 24 horas, luego la misma dosis vía oral cada 24 horas. Es importante que cada tres días se revise la evolución del animal. Además se deben hacer curas del absceso marsupializado, cambiando la gasa a la que se añade miel por sus características antibióticas.

Figuras 5 y 6. Hisopos estériles. Muy útiles para manejar estructuras de reducido tamaño.

En varias ocasiones es necesario plantear la enucleación de un ojo en un conejo. Puede ser por causas traumáticas, por infecciones (por ejemplo, encefalitozoonosis), por lesiones retrobulbares que provocan panoftalmitis, etc. La cirugía suele ser fácil y resolutiva, aunque es de suma importancia llegar al diagnóstico de la causa que ha llevado al animal a perder el ojo. En este caso concreto, si no se trata y elimina correctamente el absceso apical, es muy probable que el animal acabe desarrollando otros abscesos en otras localizaciones. Sería importante realizar radiografías (laterolateral, dorsoventral, oblicua y rostrocaudal) para localizar la lesión dental y valorar la extirpación de la pieza dentaria causante del absceso. El paciente de este caso evolucionó correctamente, se consiguió controlar la infección, cicatrizó bien y no hubo que volver a intervenir quirúrgicamente. No obstante, si se hubieran podido realizar placas radiográficas del cráneo del conejo, éstas habrían sido de gran utilidad para el diagnóstico y pronóstico. Consideramos muy importante comentar que el uso de antibióticos de las familias de las cefalosporinas, penicilinas, lincosaminas y los macrólidos en los lagomorfos y roedores, en general, resulta muy peligroso. Este tipo de fármacos pueden provocar enteritis y enterotoxemia si se administran vía oral. El uso de la ceftazidima es de gran utilidad para el control de las infecciones que padecen los lagomorfos; sin embargo, su administración debe ser siempre subcutánea y se debe vigilar que no se derrame nada de contenido del fármaco sobre la piel del animal. Si el conejo se lame la piel con restos líquidos del antibiótico, es muy probable que en cuestión de dos o tres días desarrolle un cuadro de enteritis/enterotoxemia. No solemos recomendar a los propietarios que mediquen a sus mascotas en casa con este tipo de antibióticos, por lo que muchas veces nos traen al conejo diariamente a la consulta para que seamos nosotros los que inyectemos la medicación.

Figura 7. Colágeno en malla (Lyoplant®). Nosotros lo solemos usar para conseguir una correcta hemostasia cuando hay hemorragias difusas o cuando hay déficits de tejido.

69

70

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

seCuenCia de drenaje y marsupializaCión del absCeso retrobulbar 17

Figura 16. Una vez enucleado el ojo, observamos la presencia de una masa blanquecina retrobulbar compatible con un absceso.

18

Figura 19. Extraemos el material fibrinopurulento con ayuda de las pinzas y de hisopos de madera con algodón estériles.

Figuras 17 y 18. Extracción del material purulento del absceso retrobulbar con ayuda de una jeringuilla de 10 ml.

Figura 20. Extirpación del tercer párpado y el saco lagrimal.

Figura 21. Marsupialización del absceso apical.

| Figura 22. Colocamos una gasa impregnada con antibiótico para evitar que el absceso cierre rápidamente. La gasa se cambia cada 48-72 horas hasta que el tejido de granulación tapiza el espacio ocupado por el absceso.

enfermedades y problemas ligados al aparato digestivo

Caso ClíniCo 13

Ingestión de cuerpo extraño en Hurón (Mustela putorius furo)

reseña del paCiente Especie

Hurón (Mustela putorius furo).

Edad

1 año.

Sexo

Macho.

Motivo de la consulta

El hurón hace unas horas que vomita. Intenta defecar pero no puede.

Historia ClíniCa

síntomas ClíniCos

El animal tiene una historia clínica normal. Está correctamente vacunado y desparasitado, come pienso para hurón de la marca Orijen® y no ha padecido ninguna enfermedad destacable. El animal vive en una jaula pero lo dejan suelto por una habitación durante un par de horas al día. Puede haberse comido algún cuerpo extraño pero el propietario no lo tiene claro.

Desde hace unas horas el hurón vomita cada poco tiempo, manifiesta posturas de dolor y se acerca al rincón de la jaula donde suele defecar sin conseguir evacuar nada. Rehúsa la comida y tampoco quiere beber nada. El vómito es amarillento y emana un olor ácido.

a

exploraCión del animal El hurón no se deja explorar. Manifiesta mucho dolor cuando se le intenta palpar la zona abdominal. Está deshidratado, las mucosas son normales y el tiempo de retorno capilar es inferior a dos segundos. El animal está apático, continuamente presenta arcadas y se rasca la boca. Peso del paciente: 1.125 gramos.

diagnóstiCo diferenCial • Gastritis/gastroenteritis vírica, bacteriana, fúngica o parasitaria. • Ingestión de cuerpo extraño. • Infección por Helicobacter mustelae. • Infección por Coronavirus. b

| Figura 1a. Radiografía ventrodorsal del abdomen del hurón. Se observa gran cantidad de gas acumulado en el intestino delgado. | Figura 1b. Radiografía laterolateral del abdomen del hurón. Se observa gran cantidad de gas acumulado en el intestino delgado lo que hace sospechar de un íleo paralítico provocado por un cuerpo extraño. Se aprecia en la imagen una estructura alargada radiodensa en el margen inferior derecho; se corresponde con el hueso peneano.

71

72

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

pruebas Complementarias de exploraCión Se realizó un análisis de sangre completo y dos radiografías, proyección ventrodorsal y laterolateral. También se planteó hacer una ecografía pero se descartó por un tema de horario (el veterinario que realiza las ecografías de la Clínica Exòtics no podía realizar la prueba el mismo día de la presentación del cuadro clínico).

diagnóstiCo final En la radiografía no se aprecia la presencia de ninguna masa o cuerpo extraño radiodenso en el intestino. Hay gran cantidad de gas en el intestino delgado, lo que hace sospechar de íleo obstructivo (figs. 1a y 1b). Los hallazgos radiográficos sugieren la presencia de un cuerpo extraño. La analítica era completamente normal.

tratamiento y seguimiento del Caso Se realizó una laparotomía exploratoria en busca de un posible cuerpo extraño. Éste se localizó durante la cirugía y se procedió a la enterotomía para retirar el cuerpo extraño que

| Figura 2. Butorfanol. Opioide que combinamos con barbitúricos para lograr un mejor plano anestésico y una reducción de la concentración de isoflurano durante la cirugía.

se localizaba obstruyendo la primera parte del intestino delgado. Detallamos el proceso quirúrgico a continuación. Se premedicó al hurón con midazolam (Dormicum®) y con butorfanol (Torphasol®) (fig. 2), seguidamente se indujo la anestesia con mascarilla e isoflurano al 4%. Intubamos al paciente con un traqueotubo Rush del 2,5. El mantenimiento anestésico se realiza con gases (isoflurano al 2-3%). Se monitoriza la función cardiaca con una sonda Doppler (fig. 3). Seccionamos la piel a nivel de la zona medial craneal de la cavidad abdominal, luego la musculatura a nivel de la línea alba. Se expone la porción del intestino que aloja en su interior el cuerpo extraño que produce la obstrucción, entonces irrigamos las asas intestinales con suero salino atemperado y colocamos dos gasas estériles que aíslen la cavidad abdominal del asa intestinal que contiene el cuerpo extraño (fig. 4). Seccionamos longitudinalmente la pared del íleon y extraemos el cuerpo extraño (figs. 5 y 6). Para cerrar la pared intestinal suturamos primero la mucosa mediante una sutura simple continua y luego la pared muscular y serosa con la misma sutura reabsorbible sintética (Novosyn® 5/0 o PDS de 5/0) (figs. 7-11). La sutura se realiza perpendicular a la línea de sección, para evitar ocluir la luz intestinal. Comprobamos que no haya fugas de material intestinal al abdomen y a continuación cerramos la pared abdominal con sutura continua entrelazada de polipropileno 4/0, y la piel con puntos simples (figs. 12 y 13). En nuestro caso, una vez extraído, deshacemos el cuerpo extraño y vemos que está formado por fibras sintéticas, probablemente de una moqueta (fig. 14).

| Figura 3. Se coloca la sonda del Doppler justo encima del corazón para monitorizar el latido cardiaco durante la cirugía.

enfermedades y problemas ligados al aparato digestivo

seCuenCia gráfiCa de una enteretomía en Hurón

Figura 4. Tras acceder a la cavidad abdominal, se localiza y se exterioriza el asa intestinal que aloja el cuerpo extraño.

Figura 5. Se realiza una sección longitudinal por la parte menos vascularizada del asa intestinal.

Figura 6. Se extrae el cuerpo extraño del interior.

Figura 7. Una vez confirmada la exéresis de la totalidad del cuerpo extraño, se procede a suturar la mucosa intestinal.

Figura 8. Se sutura la mucosa intestinal con un patrón simple continuo.

Figura 9. A continuación se sutura la capa muscular y serosa.

Figura 10. Para el cierre más externo de la capa muscular y serosa se utiliza un patrón continuo de reinversión.

Figura 11. La sutura para el cierre de la pared intestinal se realiza perpendicular a la línea de sección.

73

74

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

Figura 12. Se sutura la musculatura abdominal con polipropileno de 4/0 con patrón continuo entrelazado y seguidamente el tejido subcutáneo.

El posoperatorio varía en función del daño observado en las asas intestinales del hurón y de la sospecha o no de peritonitis. Generalmente, a todos los animales operados de cuerpo extraño se les mantiene una vía permeable colocada en la vena cefálica para poder administrarles fármacos y fluidoterapia intravenosa. Dentro del protocolo de cuerpo extraño en hurones operados contemplamos la siguiente medicación: protectores gástricos, ranitidina (Ranitidina Normon®) 4 mg/kg IV o SC cada 12 horas (de elección en hurones) y sucralfato (Urbal®) 25 mg/kg PO cada 12 horas (administrado vía oral 15-20 minutos antes de que el animal tenga acceso al alimento); fluidoterapia con Ringer lactato a 70 ml/kg/día; antibioterapia con ampicilina (Britapen®) 5 mg/kg IV cada 12 horas (antibiótico de elección en numerosos procesos infecciosos que afectan a los mustélidos) y metronidazol (Metronidazol I.V. Braun®) 20 mg/kg IV cada 12 horas (la presentación inyectable de este antibiótico es muy útil para ser administrada en animales que tienen colocado un catéter intravenoso). También controlamos el dolor posoperatororio con opioides: butorfanol (Torphasol®) de 0,05 a 0,1 mg/kg SC o IM cada 12 horas o buprenorfina (Buprex®) de 0,01 a 0,05 mg/kg SC o IM cada 12 horas (calma el dolor y tiene una acción más prolongada que el butorfanol). Poco a poco empezamos a administrar pequeñas cantidades de papilla Royal Canin Convalescence Support® unas 4-5 veces al día (fig. 15).

| Figura 15. Papilla con la que alimentamos a los carnívoros en estado crítico. Tiene una buena proporción de proteína y grasa.

Figura 13. La piel se cierra con puntos simples y sutura no reabsorbible sintética de polipropileno 4/0.

Figura 14. Cuerpo extraño extraído del intestino del hurón. Se trata de fibras textiles de una moqueta.

Figura 16. Restos de fibra enganchada en las uñas del hurón. Esta fibra es idéntica a la que formaba el cuerpo extraño.

enfermedades y problemas ligados al aparato digestivo

seCuenCias gráfiCas de Cuerpos extraños ingeridos por Hurones

Figura 17. Cuerpo extraño en hurón. Tricobezoar que obstruía el intestino duodenal.

Figura 20. Cuerpo extraño. Fragmento plástico en intestino delgado de un hurón.

Figura 18. Sutura del intestino tras la extracción del cilindro de pelo (tricobezoar).

Figura 21. Ecografía del estómago de un hurón remitido a la clínica por sospecha de cuerpo extraño. Se aprecia una estructura hiperecogénica compatible con un cuerpo extraño localizado en el estómago.

Figura 19. Aspecto del intestino suturado tras la exéresis del cuerpo extraño. Sutura perpendicular al eje del corte de la pared intestinal.

Figura 22. Detalle de un cuerpo extraño extraído del estómago del hurón de la figura 21. Se trata de un tapón de oídos de espuma.

75

76

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

a

b

Figuras 23a y 23b. Radiografías en las que se aprecia la presencia de un cuerpo extraño metálico en el interior del intestino de un hurón que presentaba vómitos y apatía.

observaCiones La ingestión de cuerpos extraños por parte de los hurones no es un problema aislado. La curiosidad propia de estos animales les hace mordisquear y tragarse diferentes elementos a los que tienen acceso. En el caso presentado, el cuerpo extraño extraído eran restos de fibras de una moqueta. En el momento de la recuperación del animal tras la anestesia, nos fijamos que estas fibras también estaban enganchadas a las uñas del hurón (fig. 16). Hemos visto hurones que han ingerido plásticos, trozos de trapo o toallas, espuma, moqueta, tapones de los oídos de plástico o espuma, huesos de olivas o cerezas, preservativos, pelo, etc. (figs. 17-25). No siempre es necesario tratar quirúrgicamente una ingestión de un cuerpo extraño, depende del caso concreto. El protocolo médico que seguimos es similar al descrito para el posoperatorio de este caso. La decisión de operar o esperar variará en función del estado del animal, si come o no, si defeca o no, etc.

Figura 24. Momento de una cirugía en el que se exterioriza el asa intestinal que contiene el cuerpo extraño.

Figura 25. Cuerpo extraño. Detalle del tapón de los oídos que se tragó el mismo hurón de las figuras 23 y 24. Se trata de un tapón de silicona con estructura interna metálica, que es lo que veíamos en las radiografías de la figura 23.

enfermedades y problemas ligados al aparato digestivo

Caso ClíniCo 14

Insulinoma en Hurón (Mustela putorius furo)

reseña del paCiente Especie

Hurón (Mustela putorius furo).

Edad

4 años.

Sexo

Macho.

Motivo de la consulta

El animal muestra debilidad del tercio posterior.

exploraCión del animal El hurón presenta el pelo en mal estado. A la palpación presenta los linfonodos submandibulares y preescapulares ligeramente aumentados de tamaño. El bazo se palpa reactivo y aumentado de tamaño.

diagnóstiCo diferenCial • Insulinoma. • Linfoma. • Enfermedad de la glándula adrenal. Figura 1. Peke, hurón macho de 4 años de edad.

Historia ClíniCa Peke acude a nuestra clínica remitido de otro centro veterinario (fig. 1). Presenta un historial previo de insulinoma con un valor de glucosa en sangre inferior a 40 mg/dl (fig. 2) y lo controlan mediante un manejo dietético con Hill’s m/d® de gato y prednisolona vía oral. El animal padece crisis hipoglucémicas desde hace 6 meses. En el otro centro se realizó una ecografía y un análisis de sangre. En la ecografía se ve el bazo ligeramente aumentado de tamaño, los ganglios linfáticos reactivos y las venas hepáticas dilatadas. Los análisis de sangre no indican elevaciones de las proteínas totales ni gammaglobulinemias.

síntomas ClíniCos El paciente muestra debilidad, pérdida progresiva de peso y episodios de bajadas de la glucemia. El animal también presenta pérdida de masa muscular a nivel pélvico. | Figura 2. Glucómetro con el que medimos regularmente los niveles de glucosa en sangre en hurones sospechosos de padecer un insulinoma. En concreto, éste procede de medicina humana pero sirve perfectamente para su uso veterinario.

pruebas Complementarias de exploraCión Se realiza un análisis de sangre para valorar la glucemia en ese momento, con resultado de 43 mg/dl. También se realiza una radiografía del animal (fig. 3) y una ecografía de control. Se visualiza una estructura en el cuerpo del páncreas compatible con una hiperplasia o masa tumoral (fig. 4). Se propone al dueño, tras unos días de tratamiento médico para recuperar un poco el peso del animal, realizar una laparatomía exploratoria/pancreatectomía. Con este procedimiento se pretende valorar macroscópicamente el páncreas y otros órganos y estructuras de la cavidad abdominal: el bazo, el hígado, los riñones, los uréteres, los linfonodos mesentéricos, los intestinos, el estómago, la próstata y las glándulas adrenales.

diagnóstiCo final Tras la visualización de una pequeña masa rojiza en la zona media del páncreas, se opta por extirpar parte del mismo (pancreatectomía parcial) y analizar el tejido extraído. El estudio histológico confirmó la presencia de islotes de células tumorales: insulinoma.

77

78

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

Figura 3. Radiografía ventrodorsal de un hurón con esplenomegalia. En el lado izquierdo del paciente se aprecia una estructura en forma de triángulo y radiodensa que se correponde con el bazo (asterisco). Este órgano suele aumentar de tamaño como consecuencia de numerosas enfermedades que afectan a los hurones.

Figura 4. Ecografía abdominal de Peke. En la zona pancreática se aprecia una estructura compatible con una masa en el cuerpo del páncreas de unos 5 mm (delimitado por cruces blancas). Imagen cedida por Sergio Santana Sotomayor, Servicio de Ecografía Veterinaria.

tratamiento y seguimiento del Caso Inicialmente se intentó continuar con la medicación de hiperglucemiantes a dosis más altas (prednisolona, ½ comprimido de Dacortin® de 2,5 mg cada 12 horas) y se cambió la dieta a pienso Zupreem® u Orijen®. La dieta se suplementa con papilla Royal Canin Convalescence Support® que se le administra varias veces al día. El objetivo es recuperar un poco el estado de debilidad y pérdida de peso del animal. A los 15 días de la primera visita el animal está menos activo, aunque ha ganado un poco de peso y no manifiesta tanta debilidad del tercio posterior. Se analiza de nuevo la glucosa (29 mg/dl) y se opta por realizar la laparatomía exploratoria y la resección del nódulo pancreático detectado en la ecografía. Premedicamos al hurón con midazolam a dosis de 1-3 mg/kg IM (Dormicum®) y con butorfanol a dosis de 0,2 mg/ kg SC (Torbugesic® o Torphasol®). Colocamos un catéter intravenoso amarillo pequeño de 24G (el grosor de los catéteres que se utilizan en hurones oscila entre 22G y 26G). Inducimos la anestesia utilizando una mascarilla conectada al aparato de gases mediante una T de Ayre, a través de la que administramos inicialmente una concentración alta de isoflurano al 4%. Cuando el animal pierde los reflejos, procedemos a rasurar la zona ventral del abdomen y la zona dorsal prepélvica (fig. 5). Monitorizamos al animal con la ayuda de un dispositivo Doppler (fig. 6) y se mide la presión arterial con un esfingomanómetro y el Doppler (fig. 7). Con dos gasas abrimos la boca del hurón, colocamos una gota de lidocaína sobre el cartílago epiglótico e intubamos al animal con una sonda Rush del 2 o 2,5 sin balón. Continuamos la anestesia a concentraciones inferiores de isoflurano del 1,5 al 2,5%. También colocamos una pequeña cantidad de morfina en el espacio epidural a dosis de 0,1 mg/kg (fig. 8). Se posiciona al paciente en decúbito dorsal para comenzar el abordaje ventral de la cavidad abdominal (fig. 9).

Figura 5. Zona pélvica rasurada para inyección epidural de morfina.

Figura 6. Monitorización del pulso arterial con Doppler y esfingomanómetro durante la cirugía. Figura 7. Aparato que usamos para medir la tensión arterial sistólica (TAS). Esfingomanómetro de Welch Allyn.

enfermedades y problemas ligados al aparato digestivo

Figura 8. Inyección epidural de morfina. Colocamos una pequeña cantidad del analgésico entre la última vértebra lumbar y el sacro.

Figura 9. Se posiciona al hurón en decúbito dorsal una vez intubado para comenzar el procedimiento quirúrgico.

seCuenCia gráfiCa de una laparotomía y panCreateCtomía parCial de un Hurón

Figura 10. Incisión longitudinal de la piel.

Figura 11. Se separa la piel del tejido subcutáneo.

14

Figura 13. Se exterioriza el duodeno junto con el páncreas y la grasa que rodea este órgano.

16

Figura 12. Detalle de la línea alba tras la disección.

15

Figuras 14 y 15. Se disecciona con sumo cuidado la grasa que se encuentra unida al cuerpo del páncreas utilizando unas tijeras romas.

17

Figuras 16 y 17. Se coloca un punto de sutura reabsorbible sintética de 5/0 en la parte media del cuerpo del páncreas (PDS®). Una vez que el páncreas está separado de la grasa que lo une al duodeno, se resecciona la porción de páncreas que contiene el nódulo aparentemente tumoral.

79

80

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

Se incide la piel sobre la zona del abdomen craneal (fig. 10), separamos la musculatura por la línea alba (figs. 11 y 12) y se expone el paquete intestinal (fig. 13). Con ayuda de hisopos estériles buscamos la zona duodenal para visualizar el páncreas. Se observa un nódulo rojizo en la zona media del páncreas. Desinsertamos la grasa unida a este órgano y practicamos una pancreatectomía parcial (figs. 14-17). Para suturar el páncreas se utiliza una sutura reabsorbible sintética de 5/0 (PDS®). Exploramos el resto de órganos del abdomen. Posteriormente se sutura la musculatura con polipropileno 4/0, a continuación el tejido subcutáneo y la piel. La piel la cerramos con puntos simples en forma de U. Al retirar el isoflurano esperamos que el animal tenga reflejo de deglución y retiramos la sonda endotraqueal, pero continuamos con la mascarilla aportándole oxígeno (figs. 18 y 19). Durante el procedimiento quirúrgico el animal se mantuvo con fluidoterapia a base de Ringer lactato (80%) y con una pequeña proporción de suero glucosalino (20%). Una vez recuperado de la anestesia se realiza un control de glucosa (123 mg/dl). A las 5 horas de la cirugía se alimenta al hurón con papilla Royal Canin Convalescence Support®. A las 12 horas se realiza un nuevo control de la glucemia (77 mg/dl). El animal come correctamente pienso ad libitum (Zupreem®) y se le da el alta.

La muestra de páncreas se almacena en formol tamponado al 10% y se envía para su estudio histopatológico. Se realizan dos controles de glucosa con un glucómetro cada 48 horas y posteriormente semanalmente.

observaCiones Los hurones son animales propensos a padecer enfermedades que afectan al páncreas. La patología más común y la más descrita es el insulinoma. Aunque en los estudios ecográficos no fue difícil visualizar el nódulo pancreático, nunca se puede descartar la presencia de micronódulos o de pequeños nódulos en el parénquima pancreático como responsables del cuadro de crisis hipoglucémicas del paciente (fig. 20). Es importante remarcar que el mejor tratamiento suele ser la cirugía, ya que los corticoides (la prednisona utilizada como hiperglucemiante) a largo plazo tienen numerosos efectos secundarios indeseables. La pancreatectomía parcial es mejor opción que extirpar solo el nódulo macroscópico detectado, ya que también elimina los nidos de células tumorales que aún no tienen un tamaño visible. El resultado del estudio histopatológico confirmó la presencia del insulinoma (fig. 21).

18

19

Figuras 18 y 19. Se retira el anestésico gaseoso, pero continuamos con la respiración artificial asistida hasta que el animal respire por sí mismo. Cuando manifiesta reflejo de deglución, se retira el tubo endotraqueal aunque continuamos con mascarilla proporcionándole oxígeno.

Figura 20. Fragmento de páncreas extraído que contiene una pequeña masa rojiza compatible macroscópicamente con un insulinoma.

Figura 21. Imagen histológica del fragmento de páncreas que contiene la nodulación rojiza. Resultado del informe: neoplasia de células de islotes rodeada por una cápsula fibrosa y tejido acinar pancreático (adenoma de islotes de Languerhans) en hurón con hipoglucemia. Hematoxilina Eosina (H/E). Imagen cedida por Carles Juan-Sallés, LV, Dipl. ACVP, patólogo de animales exóticos, salvajes y parques zoológicos.

EnfErmEdadEs y problEmas ligados al aparato digEstivo

caso clínico 15

Enteritis piogranulomatosa en Hurón (Mustela putorius furo)

rEsEña dEl paciEntE Especie

Hurón (Mustela putorius furo).

Edad

6 meses.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

La hurona tiene diarreas y ha perdido mucho peso.

Hace unos días que la ven algo apagada, desmotivada y no tiene apetito. Los propietarios lo achacan al calor de principios de verano, ya que anteriormente también tuvo unos días raros con pérdida del apetito y decaimiento pero se recuperó satisfactoriamente sin necesidad de ningún tratamiento.

síntomas clínicos Letargia y debilidad del tercio posterior. Hace 2-3 días que el animal defeca poco, y cuando lo hace las heces son muy líquidas, malolientes y verdosas. El animal presenta hipertermia (39,7 ºC) y las diarreas son cada vez más profusas.

Exploración dEl animal

Figura 1. Chispy, Mustela putorius furo, hurona hembra joven.

Historia clínica Chispy tiene un historial clínico aparentemente normal (fig. 1). Está correctamente vacunada y desparasitada, come pienso de alta gama para gatos (Orijen®) y no ha tenido ninguna enfermedad destacable hasta el día de la visita. La alimentación que se le aporta posee una buena proporción de proteína de origen animal (más del 40%) y grasa (más del 20%). Los cuatro principales componentes del pienso son a base de carne y harinas de origen animal. El animal vive en una jaula con otros hurones y lo llevan de paseo por un parque cercano a su casa. Allí se socializa con hurones de los vecinos que también los sacan a pasear y se lo pasa muy bien jugando con ellos.

La hurona está deshidratada. El pliegue de la piel revela una deshidratación marcada. Las mucosas son normales y el tiempo de retorno capilar también. El peso en el momento de la visita es de 615 gramos, pero el animal pesaba 755 gramos hace un mes. Las heces son de color verdoso, oscuras y muy malolientes. Durante la exploración se muestra letárgica, con debilidad del tercio posterior y manifiesta temblores. Se detectan nódulos duros a la palpación en el abdomen craneal. El bazo está ligeramente aumentado de tamaño, lo palpamos en el lado izquierdo del abdomen. No se aprecian alteraciones cardiorrespiratorias. En el momento de la exploración el animal presenta hipertermia (39,7 ºC).

diagnóstico difErEncial La presencia de diarreas en un hurón pueden ser indicativas de: • Cuerpo extraño en la zona pilórica/intestino delgado. Tricobezoar.

81

82

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

• Alimentación inadecuada (exceso de carbohidratos en el alimento). • Gastroenteritis bacteriana, vírica o parasitaria. Helicobacter mustelae. • Enfermedad intestinal proliferativa (coronavirus). La palpación de masas en abdomen son indicativas de: • Linfadenopatía intestinal: inflamación de los linfonodos intestinales y mediastínicos por infección granulomatosa o piogranulomatosa intestinal (coronavirus, nocardiosis o micobacteriosis) o neoplasia (linfoma principalmente). • Enfermedad adrenal, insulinoma o linfoma. • Esplenomegalia reactiva a enfermedad sistémica o neoplasia.

HEMATOLOGÍA HEMOGRAMA

Contaje y Fórmula Electrónico ................................41,7%  Hematocrito .......................... ............................ 13,9 g/dl  Hemoglobina ......................... ...................10.550.000/μl Hematíes ................................... ....................................23,6 IDH. ........................................ .............................39,53 fl VCM ........................................ .............................13,18 pg HCM ........................................ l .............................33,33 g/d CHCM................................... l 0/μ .00 ........................... 313 Plaquetas ..............................

La debilidad que manifiesta el animal puede estar causada por: • Enfermedad metabólica: insulinoma, linfoma, anemia, etc. • Enfermedad cardiaca. • Enfermedades víricas sistémicas: moquillo, enfermedad aleutiana, coronavirus. • Otros: traumatismos, tóxicos, etc.

pruebas Complementarias de exploraCión Se realiza un análisis de sangre completo (fig. 2): el hemograma está alterado, el hematocrito es 41,7% y los sólidos totales son 50 g/l; la bioquímica sérica no arroja ningún dato relevante; el proteinograma muestra un aumento de las betaglobulinas y gammaglobulinas, lo cual nos indica que el animal padece un proceso infeccioso inflamatorio crónico.

BIOQUÍMICA PROTEÍNAS TOTALES/SUERO Espectrofotometría ultravioleta-visible RESULTADO ............................................................. 50 g/l

PROTEINOGRAMA/SUERO

FÓRMULA LEUCOCITARIA

.......................14.700/μl  Leucocitos .............................. .................................. 0,0% Eosinófilos .............................. .................................0,0% Basófilos ................................... ........................ 16,0%  Linfocitos................................... ................................... 2,0% Monocitos .............................. ................................... 0% Cayados ................................... ........................... 82%  Segmentados ......................... .................................0,00/μl Eosinófilos .............................. .............................. 0,00/μl Basófilos ................................... ......................2.352,00 /μl Linfocitos................................... ............................294,00 /μl Monocitos .............................. .............................. 0,00 /μl Cayados ................................... ..................12.054,00 /μl  Segmentados .........................

Figura 2. Resultado de los análisis de sangre de Chispy: • Hemograma donde destacamos el hematocrito: 41,7%. • Proteinograma con elevación de la curva en la zona de las gammaglobulinas y bajo cociente A/G.

Espectrofotometría ultravioleta-visible Proteínas totales.........................................................50 g/l Electroforesis capilar Sero-albúmina ..........................................................9,3 g/l Globulinas totales .............................................. 40,9 g/l  Alfa-1-globulinas..................................................... 7,4 g/l  Alfa-2-globulinas ....................................................4,6 g/l  Beta-globulinas ................................................... 8,2 g/l  Gamma-globulinas ..................................................20,7 g/l Sero-albúmina %. .....................................................18,5% Globulinas totales % .............................................81,5%  Alfa-1-globulinas % ................................................14,8%  Alfa-2-globulinas % .................................................. 9,1%  Beta-globulinas % ..................................................16,3%  Gamma-globulinas % ...........................................41,3%  Cociente sa/gt ....................................................... 0,23 

enfermedades y problemas ligados al aparato digestivo

Figura 3a. Ecografía abdominal. Las masas que se palpan en la exploración se corresponden con nódulos linfáticos de gran tamaño (cruces). Imagen cedida por Sergio Santana Sotomayor, Servicio de Ecografía Veterinaria.

Figura 3b. Ecografía abdominal. Presencia de líquido libre en el abdomen (asteriscos) y esplenomegalia. Este hallazgo ecográfico apunta a una peritonitis. Imagen cedida por Sergio Santana Sotomayor, Servicio de Ecografía Veterinaria.

Se realizan radiografías de tórax y abdomen para descartar la presencia de masas sólidas o cuerpos extraños en el abdomen craneal. No hay gas acumulado ni en intestinos ni en estómago. Las masas no son radiodensas por lo que no se aprecian en las placas radiográficas. Tras realizar la ecografía abdominal, se observa que las masas se corresponden a linfonodos mesentéricos reactivos y se aprecia la presencia de líquido libre en el abdomen (figs. 3a y 3b).

pared del intestino delgado, lesión compatible con enteritis granulomatosa o piogranulomatosa. Las alteraciones observadas con la ecografía también son compatibles con un linfoma. El análisis de sangre y proteinograma nos indica que el animal está padeciendo un proceso infeccioso sospechoso de enfermedad sistémica asociado a coronavirus. Se realiza una laparotomía exploratoria para tomar muestras de los linfonodos aumentados de tamaño y de la pared intestinal. Estos tejidos se conservan en formol tamponado al 10% para su estudio histopatológico (se discute el resultado obtenido en el apartado de observaciones). El líquido libre y el intenso dolor a la palpación abdominal sugiere que el animal padece una peritonitis.

diagnóstiCo final Las radiografías no revelan un diagnóstico concreto, por lo que se realiza una ecografía abdominal. El resultado de ésta indica una linfadenopatía intestinal y engrosamiento de la

Figura 4. Hurona con el catéter, ya preparada para la laparotomía exploratoria.

Figura 5. Colágeno en polvo muy útil en casos de sangrado de nódulos linfáticos, sangrado difuso en tejido pancreático, en adrenalectomías, etc.

83

84

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

seCuenCia gráfiCa de toma de muestras del linfonodo mesentÉriCo Craneal en Hurón

Figura 6. Se localiza y exterioriza el linfonodo mesentérico craneal para hacerlo accesible.

Figura 7. Utilizando pinzas y tijeras de disección se extrae una porción representativa del linfonodo.

Figura 8. Detalle de la herida quirúrgica resultante tras la toma de muestras.

Figura 9. Para finalizar se sutura la herida.

tratamiento y seguimiento del Caso

de las gammaglobulinas, además la relación albúmina-globulina es de 1:4 (0,23), coeficiente muy por debajo del 1 de la normalidad. Se decide realizar una laparotomía exploratoria en busca de las masas que se palpan y que se observan en la ecografía abdominal. Para el procedimiento quirúrgico seguimos el protocolo mencionado en los casos anteriores: se premedica con midazolam y butorfanol y se mantiene la anestesia con el animal intubado y conectado a un aparato de anestesia gaseosa con isoflurano al 1,5-2%. Para la toma de muestras utilizamos tijeras iris de punta roma, sutura reabsorbible sintética de 4 o 5/0 (PDS®) y, para casos de toma de muestra de nódulo linfático, tenemos siempre a mano colágeno en polvo para controlar el sangrado difuso del tejido (Catrix®) (fig. 5). La sutura de la pared abdominal, del tejido subcutáneo y de la piel se realiza de la misma manera descrita en los casos anteriores.

Se hospitaliza al animal para administrarle fluidoterapia y antibioterapia. Se coloca un catéter intravenoso de 24G en la vena cefálica al que conectamos una bomba de infusión de jeringa (Infusor®) (fig. 4). Administramos un fluido coloide (Ringer lactato) al que añadimos 1/3 de solución con vitaminas y minerales (Duphalyte®). El ritmo de infusión es de 2,5 ml/hora. Tratamos al paciente con ampicilina (antibiótico de primera elección ante casos sospechosos de enfermedad sistémica causada por coronavirus) vía subcutánea a dosis de 10 mg/kg cada 12 horas (Britapen®). Después de 48 horas repetimos el análisis de sangre cuyos resultados revelan unos valores elevados de sólidos totales (a pesar de que el animal ya está hidratado). También se envía al laboratorio una muestra del suero para realizar un hemograma y un proteinograma, el resultado de éste indica un aumento muy marcado

enfermedades y problemas ligados al aparato digestivo

observaCiones

Figuras 10 y 11. Alimentos de papilla y paté para recuperar a los animales muy delgados o en estado crítico.

Las muestras extraídas tras la laparotomía se envían al laboratorio para su estudio histopatológico, que nos confirmaría más tarde nuestra sospecha clínica de infección granulomatosa intestinal por coronavirus (figs. 6-9). El animal se trata con inmunomoduladores (en este caso con pentoxifilina), antibioterapia (durante la hospitalización con ampicilina y en casa con amoxicilina-ácido clavulánico), protectores gástricos (ranitidina o sucralfato) (Urbal®) y soporte nutricional (papillas tipo Convalescence Support o Recovery® de Royal Canin) (figs. 10 y 11).

La infección por coronavirus en hurones es un problema relativamente reciente y bastante común. En nuestro país es una enfermedad emergente en hurones desde el año 2004 y letal en el 100% de los individuos que la contraen. Generalmente se detecta en individuos de hasta 1-1,5 años de edad, aunque también se ha descrito en animales de más años (hasta los 7 años de edad). La enfermedad se caracteriza por una serie de síntomas clínicos: anorexia, pérdida de peso, hipergammaglobulinemia, esplenomegalia y presencia de masas palpables en el mesenterio craneal. Laparoscópicamente se pueden observar también lesiones nodulares en varios órganos (similar a la forma seca de PIF del gato). Se puede realizar una tinción immunohistoquímica que pone de manifiesto el grupo 1C de los coronavirus, y así se confirmaría la sospecha de infección por coronavirus sistémico. En este caso se realizó el estudio sobre los tejidos enviados, obteniéndose una fuerte tinción positiva en los macrófagos localizados en el piogranuloma. La inmunohistoquímica de coronavirus (PIV3-70) fue positiva (fig. 12). Me parece interesante mostrar toda una serie de imágenes de cirugías abdominales de hurones con lesiones granulomatosas y piogranulomatosas sospechosas de coronavirus sistémico (figs. 13-18).

| Figura 12. Imagen de una tinción inmunohistoquímica de un corte histológico en el que se aprecia la coloración marronácea del antígeno del coronavirus en los macrófagos intralesionales de un nódulo linfático de hurón. Imagen cedida por Carles Juan Sallés, LV, Dipl. ACVP, patólogo de animales exóticos, salvajes y parques zoológicos.

85

86

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

seCuenCia gráfiCa de lesiones granulomatosas y piogranulomatosas en Hurones 13

14

Figuras 13 y 14. Diferentes casos de linfadenopatías mesentéricas en hurones.

15

16

Figura 15. Utilización del colágeno en polvo tras biopsiar un nódulo linfático abdominal.

17

18

Figuras 16-18. Lesiones piogranulomatosas que afectan al intestino delgado y a la pared abdominal, sospechosas de infección sistémica por coronavirus.

alteraCiones del aparato urinario

Caso ClíniCo 16

Urolitiasis en Conejo (Oryctolagus cuniculus)

reseña del paCiente Especie

Conejo enano (Oryctolagus cuniculus).

Edad

4 años.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

La coneja hace un día que no puede orinar.

Historia ClíniCa

exploraCión de los animales

Conejo enano hembra de 4 años de edad no esterilizada. El animal está correctamente vacunado y desparasitado. Nunca ha padecido ningún problema de salud anteriormente. Vive en una jaula de grandes dimensiones y además la sueltan por el comedor de la casa para que haga ejercicio. Se alimenta con pienso a base de pellets y semillas. Le gusta comer frutas y rechaza el heno. Los propietarios han visto que a veces hay un poco de sangre en su orina y en ocasiones la orina es muy oscura y densa. No han observado nunca que tenga dificultad para orinar. El animal hace unas horas que está muy quieto y arquea la espalda.

La coneja está aturdida y se le aprecia el abdomen muy duro (abdomen en tabla). La palpación abdominal caudal resulta muy dolorosa y la vejiga está muy dilatada y dura. La palpación del abdomen craneal en cambio es normal. Las mucosas están ligeramente pálidas y el animal está deshidratado. La exploración bucal no manifiesta anomalías aparentes. Tras la auscultación se detecta taquicardia y taquipnea.

síntomas ClíniCos Anuria de un día de duración. El animal ha dejado de comer. Mantiene posturas antiálgicas doblando la espalda y se estira para tener un máximo contacto del abdomen con el suelo. Hace intentos de orinar sin éxito.

diagnóstiCo diferenCial • • • • •

Endometritis o piometra. Infección urinaria. Cálculo vesical. Abscesos intraabdominales. Neoplasia en abdomen.

pruebas Complementarias de exploraCión Se realiza una radiografía para evaluar el abdomen del animal (fig. 1). También se extrae una muestra de sangre de la vena safena lateral (figs. 2-4). Los resultados de la analítica sanguínea se resumen en el siguiente cuadro (fig. 5).

diagnóstiCo final

Figura 1. Radiografía LL tomada en la primera visita del conejo. Se aprecia un cálculo de grandes dimensiones en la vejiga de la orina y múltiples cálculos de reducido tamaño caudalmente al cálculo principal.

Se diagnostica una urolitiasis. En la radiografía se detecta un gran cálculo en la zona de la vejiga de la orina y múltiples cálculos de reducido tamaño situados caudalmente al de mayor tamaño. Las analíticas muestran un aumento de la urea en sangre y un discreto aumento de la creatinina (azotemia). En los análisis también se observan leucocitosis (heterofilia principalmente) indicativo de una infección en las vías urinarias.

87

88

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

seCuenCia gráfiCa de la toma de muestra de sangre en Conejo

Figura 2. Sujeción de un conejo para la extracción de sangre de la vena safena lateral.

Figura 3. Se presiona con el dedo índice la zona más proximal por la que discurre la vena para facilitar su visualización e ingurgitación.

Figura 4. Extracción de sangre de la vena safena con una jeringuilla de 1 ml y agujas de calibre 25-27G.

tratamiento y seguimiento del Caso

HEMATOLOGÍA HEMOGRAMA

Contaje y Fórmula Electrónico .............................43,3% Hematocrito...................... .......... .......................13,0 g/dl Hemoglobina.................................. ................ 6.970.000/μl Hematíes......................... ............... ............................62,12 fl VCM............................................. ........................ 18,65 pg HCM.............................. ............... ..................... 30,02 g/dl CHCM............................................ ....................497.000/μl Plaquetas........................ ...............

Se decide intervenir al animal para extraer el cálculo que está obstruyendo la salida de la orina hacia la uretra. La técnica quirúrgica es muy similar a la usada para la cirugía de vejiga de un mamífero doméstico (perro o gato). La coneja se premedica con butorfanol y se induce la anestesia con dexmedetomidina y ketamina. Se coloca un catéter intravenoso en la vena cefálica o en las venas marginales de la oreja para poder administrar la fluidoterapia. A continuación aplicamos, justo antes de intubar, 0,1 ml de lidocaína sobre el cartílago epiglótico y se intuba al animal con una sonda del 2 o 2,5 Rush.

FÓRMULA LEUCOCITARIA

.................. 12.200/μl  Leucocitos...................... ............... .............................0,0% Eosinófilos..................................... .............................2,0% Basófilos........................ ............... ........................... 15,0% Linfocitos....................... ............... ................................3,0% Monocitos........................ .......... ...............................0% Cayados.......................... ............... ........................80%  Segmentados...................... .......... .......................... 0,00/μl Eosinófilos..................................... ...................... 244,00/μl Basófilos........................ ............... ................ 1.830,00/μl  Linfocitos....................... ............... ......................... 366,00/μl Monocitos........................ .......... .......................... 0,00μl Cayados.......................... ............... ............... 9.760,00/μl  Segmentados.................................

Figura 5. Resultados de la analítica de sangre del conejo.

BIOQUÍMICA UREA/SUERO Espectrofotometría ultravioleta-visible Resultado .............................................................49 mg/dl  CREATININA/SUERO Espectrofotometría ultravioleta-visible Resultado ..................................................... 1,67 mg/dl  PROTEÍNAS TOTALES/SUERO Espectrofotometría ultravioleta-visible Resultado .............................................................. 46 g/l  CALCIO/SUERO Espectrofotometría ultravioleta-visible Resultado ............................................................ .143 mg/l ALT-GPT Espectrofotometría ultravioleta-visible Resultado ................................................................. 28 U/l

alteraCiones del aparato urinario

Figura 6. Intubación de un conejo. Este procedimiento siempre se realiza bajo sedación o con el animal preanestesiado. Solemos introducir el traqueotubo lubricado por encima de la lengua, elevando la cabeza del animal respecto al tronco, y deslizándolo hasta notar que hay un poco de resistencia. Visualizamos una inspiración-espiración y en este momento introducimos más profundamente el tubo endotraqueal. Generalmente en este momento el animal tiene tos.

Figura 7. Para asegurar la correcta localización del tubo endotraqueal nos fijamos en la presencia de vaho en el interior del tubo. En ocasiones la laringe del conejo es muy estrecha y utilizamos sondas uretrales de perro u otro tipo de tubos de goma o silicona. Existen tubos y sondas de varios diámetros, se deberá elegir el que mejor se adapte al tamaño del animal y su laringe.

a

b

Figuras 8a y 8b. En ocasiones empleamos un endoscopio rígido para visualizar la correcta colocación del traqueotubo.

Colocamos al animal en la posición que se muestra en la figura 6 y lo intubamos. Nos aseguramos de una correcta colocación del traqueotubo observando el vaho en las paredes del tubo con cada espiración (fig. 7). Otra opción para asegurar la correcta colocación del tubo endotraqueal es acercar un pequeño mechón de pelo sobre la boquilla de conexión a la T de Ayre del aparato de anestesia y ver si éste se mueve, o también se puede observar que el balón se hincha y deshincha. Generalmente cuando se introduce el tubo en la tráquea el conejo tose. En ocasiones empleamos un endoscopio rígido para visualizar la correcta colocación del traqueotubo (figs. 8a y 8b). Rasuramos la zona media abdominal y se realiza una incisión con el bisturí sobre la piel en esta localización. Una vez disecado el tejido subcutáneo se visualiza la línea alba, y a continuación se incide para acceder a la cavidad abdominal y exponer la vejiga de la orina, que se aprecia aumentada de tamaño y con una pared muy engrosada. Además, se palpa sin problemas el inmenso cálculo que hay en su interior. Entonces se aplica una tracción a la vejiga para extraerla con sus cálculos fuera de la cavidad abdominal. Irrigamos la víscera con suero salino atemperado y rodeamos la serosa de la vejiga con gasas húmedas para aislarla del interior de la cavidad abdominal. Colocamos entonces dos suturas de polipropileno 4/0 a una distancia de unos 20 mm para afianzar la sujeción de la vejiga, después se incide entre estos dos puntos de sutura sobre las capas serosa, muscular y mucosa (figs. 9a y 9b). Localizamos el cálculo grande del interior y lo extraemos así como el resto de minicálculos (figs. 10 y 11). Posteriormente cerramos la mucosa de la vejiga con una sutura continua utilizando suturas no reabsorbibles de 4 o 5/0 de polipropileno o suturas reabsorbibles sintéticas de 4 o 5/0 (PDS®, Monosyn®, Novosyn® o Vicryl®). A continuación cerramos suturando la capa muscular y la serosa con un patrón invertido continuo, con este mismo tipo de sutura. Nos aseguramos entonces de que no exista ningún escape de orina y cerramos el abdomen mediante sutura continua entrelazada, utilizando una sutura sintética no reabsorbible de polipropileno 3/0. Para finalizar se cierra el tejido subcutáneo y después la piel con puntos simples o sutura simple continua. El posoperatorio se basa en el control del dolor mediante buprenorfina a dosis de 0,01-0,05 mg/kg SC o IM cada 6 o 12 horas, antibioterapia con enrofloxacina a dosis de 5 mg/kg SC diluida en suero salino o bien PO cada 12 horas, protectores gástricos-antiácidos como ranitidina a dosis de 4 mg/kg IV, SC o PO cada 12 horas y fluidoterapia a dosis de 100-120 ml/ kg/día con solución salina o Ringer lactato. También se debe

89

90

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

a

b

Figuras 9a y 9b. La cistotomía se realiza de la misma manera que en otros animales. Se colocan un par de suturas en dos puntos distantes de la vejiga de la orina entre los cuales realizamos la incisión.

Figura 10. Exteriorizamos el gran cálculo y el resto de minicálculos. Posteriormente, cerramos la vejiga con sutura reabsorbible sintética y con patrón continuo simple. Se sutura primero la mucosa y luego la capa muscular y la serosa con un patrón continuo invertido.

Figura 11. Cálculo y minicálculos extraídos de la vejiga de la orina del conejo.

administrar alimentación forzada con papilla Oxbow®. Si todo sigue con normalidad se puede dar el alta al paciente a los dos días de realizar la intervención quirúrgica. La medicación para casa será enrofloxacina, ranitidina y meloxicam a dosis de 0,2 mg/kg cada 24 horas, los tres fármacos administrados vía oral. Durante los primeros días, la alimentación será a base de papillas de verduras o papilla Oxbow®.

Otra de las causas que generan un aumento de la absorción intestinal de calcio es la dieta rica en pienso y heno de alfalfa. Nosotros recomendamos dar heno de Timothy® (fig. 12) que es un tipo de vegetal muy pobre en calcio. Además, aconsejamos a los propietarios administrar a sus mascotas agua embotellada baja en minerales (Bezoya® o Montseny®) y gran cantidad de heno en su dieta, evitando las semillas y la fruta.

observaCiones Los conejos son animales propensos a generar cálculos vesicales. Su peculiar sistema digestivo permite una absorción completa del calcio que se ingiere con los alimentos y el agua de bebida, por lo que absorben más calcio del que necesitan. Este hecho hace que los conejos eliminen en orina gran cantidad de este ión en su forma de carbonatos y oxalatos cálcicos, motivo por el cual se generan en muchas ocasiones cálculos vesicales.

| Figura 12. Dieta aconsejada para evitar la formación de nuevos cálculos (los cuales suelen ser de carbonatos y oxalatos cálcicos).

neoplasias

Caso ClíniCo 17

Masa en zona lumbar en Cobaya (Cavia porcelus)

reseña del paCiente Especie

Cobaya (Cavia porcelus).

Edad

2,5 años.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

Le detectan un bultito del tamaño de una nuez en la zona lumbar. Como el animal está bien y no se lo toca no le han dado importancia; sin embargo, parece que la piel está ulcerada y ha crecido mucho esta última semana.

Historia ClíniCa

exploraCión del animal

Tobi es una cobaya hembra de 2,5 años de edad sin historial previo de enfermedades. El animal ya ha sido visitado con anterioridad en nuestro centro y el manejo, dieta e instalaciones donde vive son correctas. La mascota no ha perdido el apetito ni muestra cambios significativos en su comportamiento. Está ligeramente obesa con un peso de 1,224 gramos.

Realizamos una exploración completa del animal y solo detectamos la alteración en la zona lumbar izquierda (fig. 1). Se trata de una tumoración de 3 x 4 cm blanda a la palpación que eleva la piel de la zona y que no provoca ningún problema aparente en el animal (fig. 2). Según los propietarios, esta masa ha crecido muy rápidamente durante estas últimas semanas.

síntomas ClíniCos

diagnóstiCo diferenCial

Presenta una masa subcutánea de grandes dimensiones blanda y sin dolor a la palpación, en la zona lumbar izquierda. La piel está ligeramente ulcerada y se observa un contenido blanquecino en la zona central.

• • • •

Figura 1. Tobi en el momento de la preparación para la cirugía.

Figura 2. Detalle de la masa en la zona costal-lumbar izquierda. Se aprecia la zona central ulcerada con material blanquecino debajo de la piel.

Absceso. Neoplasia de la piel o del tejido subcutáneo. Quiste. Hematoma.

91

92

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

Pruebas ComPlementarias de exPloraCión Se realiza una punción de la masa y se extrae un contenido blanquecino muy denso, además huele muy mal. Se analiza el contenido bajo el microscopio; la muestra tiene apariencia de materia grasa, con ausencia de celularidad y no se detectan leucocitos.

diagnóstiCo final La citología indica que se trata de un quiste o neoplasia adiposa. En cobayas son muy comunes los tricofoliculomas.

tratamiento y seguimiento del Caso La cirugía es la mejor opción para extirpar por completo este tipo de neoplasias. Para ello, premedicamos a la cobaya con atropina y butorfanol siguiendo las dosis y el protocolo anestésico explicado en casos anteriores. Después de esperar entre 8-10 minutos, anestesiamos al animal con isoflurano mediante mascarilla. Comenzamos a concentraciones altas del 4-4,5% y se va bajando la dosis de gases manteniendo al animal en un correcto plano anestésico. Se establece un volumen de gases de 1-1,5 litros de oxígeno/minuto. Nosotros utilizamos un sistema abierto de anestesia inhalatoria con una T de Ayre.

seCuenCia gráfiCa de la exéresis de una masa en Cobaya

Figura 3. Incisión circular de la piel en torno a la masa para acceder al tejido subcutáneo.

Figura 4. Se diseca la masa intentando no romper su cápsula.

| Figura 5. Se extrae la masa completa. El objetivo es no dejar ningún resto de tejido en el espacio subcutáneo. Se extirpa la masa de la misma manera que se elimina un absceso con su cápsula o una neoplasia de piel o de tejido conjuntivo subcutáneo.

neoplasias

6

7

Figuras 6 y 7. En ocasiones no es posible reseccionar correctamente los restos de la masa del tejido subcutáneo. En estos casos, o cuando la piel está muy alterada, se debe marsupializar la herida. Se coloca una gasa impregnada con pomadas o antibióticos para una correcta cicatrización de la herida quirúrgica.

La resección de la masa consiste en hacer una incisión ovalada en la piel de manera que podamos extraer la piel que cubre la masa. Se diseca el tejido subcutáneo hasta visualizar la musculatura. Con ayuda de las tijeras se realiza una disección roma de los tejidos que están bajo la tumoración (figs. 3-5). Utilizando las pinzas hemostáticas del electrobisturí bipolar cauterizamos los pequeños vasos y seccionamos el tejido subcutáneo (posición cut and coag). Una vez extraída la masa completa, suturamos el tejido subcutáneo con sutura simple continua de polipropileno de 3/0 y con la misma sutura se cierra la piel con puntos simples en X o U. Cuando la exéresis de la masa no se puede realizar de forma completa, solemos dejar abierta la herida quirúrgica ya que marsupializamos o dejamos expuesto el tejido subcutáneo (figs. 6 y 7). En la zona sin cerrar colocamos gasas impregnadas de antibiótico o de pomadas cicatrizantes (Blastoestimulina® o F 10®).

Quiero recalcar que, al igual que en los conejos, los antibióticos a base de penicilinas, lincosaminas, aminoglucósidos y cefalosporinas resultan altamente tóxicos cuando el animal los ingiere vía oral, porque pueden desencadenar enteritis y enterotoxemias. Si la localización de la herida quirúrgica es accesible para que el animal lo pueda chupar, es preferible no usar gasas impregnadas con estas familias de antibióticos.

observaCiones La masa extraída se envía al laboratorio para su estudio histológico. Se trataba de un tricofoliculoma. Recomendamos extraer por completo estas masas subcutáneas, ya que si se deja una pequeña porción del tejido suelen recidivar con gran facilidad en el mismo punto de extracción. En las cobayas aparecen con cierta frecuencia este tipo de neoplasias benignas. En nuestra clínica hemos visto varios casos en los que un mismo animal presenta este problema en más de una ocasión a largo de su vida, en la misma localización o en distintas.

93

94

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

Caso ClíniCo 18

Tumor de mama en Cobayo (Cavia porcelus)

reseña del paCiente Especie

Cobayo (Cavia porcelus).

Edad

4 años.

Sexo

Macho.

Motivo de la consulta

Le detectan un bultito en la mama inguinal izquierda.

Historia ClíniCa

diagnóstiCo diferenCial

Yogui es un cobayo adulto de 4 años de edad sin historial previo de enfermedades (fig. 1). No existen evidencias de alteraciones bucales ni otras patologías. Sus propietarios le aportan una dieta correcta para su especie.

• • • • •

síntomas ClíniCos Presenta una masa a nivel de la mama izquierda (fig. 2).

exploraCión del animal El animal tiene una masa de dimensiones 0,6 x 0,9 cm en la zona de la mama inguinal izquierda. La tumoración está por debajo del pezón y es dura a la palpación. El cobayo no manifiesta dolor cuando se le manipula la zona abultada de la mama, ni presenta ninguna otra alteración destacable.

Absceso en la mama. Neoplasia de la mama. Neoplasia de la piel o tejido subcutáneo. Quiste mamario. Hematoma.

pruebas Complementarias de exploraCión Se recomienda a la propietaria realizar un análisis de sangre y una radiografía de tórax y abdomen, previamente a la cirugía de exéresis de la masa. La propietaria acepta realizar un análisis de sangre pero, por motivos económicos, no quiere realizar una placa radiográfica de tórax y abdomen. Los análisis son normales.

Figura 1. Yogui en el momento de la inducción anestésica para la mastectomía unilateral.

neoplasias

diagnóstiCo final La cirugía permite extirpar la masa de aspecto tumoral. Se confirma, mediante el estudio de la muestra de tejido biopsiado, que se trata de un adenocarcinoma de mama.

tratamiento y seguimiento del Caso

tejidos conjuntivos que unen la mama a las fascias musculares abdominales (figs. 5-10). Una vez extraída la mama completa, suturamos el tejido subcutáneo con sutura simple continua 4/0 PDS® o similar y a continuación se cierra la piel con la misma sutura pero con puntos simples en X o U.

observaCiones

Se realiza una mastectomía unilateral. Para ello, premedicamos al cobayo con atropina a dosis de 0,1 mg/kg SC, midazolam a dosis de 1-3 mg/kg IM (Dormicum®) y butorfanol a dosis de 1 mg/kg SC (Torphasol®). Esperamos entre 8 y 10 minutos y anestesiamos al animal con isoflurano mediante mascarilla (fig. 3). Comenzamos el mantenimiento con gases a concentraciones altas del 4-4,5% y se va bajando la dosis de gases manteniendo al paciente en un correcto plano anestésico. Se establece un volumen de gases de 1-1,5 litros de oxígeno/minuto. Utilizamos sistema abierto de anestesia inhalatoria con una T de Ayre. La resección de la masa consiste en hacer una incisión ovalada en la piel de manera que se incluya la zona de la masa y que podamos extraer por completo la piel que la cubre, el pezón y la mama. Disecamos el tejido subcutáneo hasta localizar la musculatura y nos ayudamos de tijeras para la disección roma de los tejidos que están debajo de la mama. Con el electrobisturí bipolar se cauterizan los pequeños vasos que van apareciendo durante la exéresis. Seccionamos los

Los cobayos presentan neoplasias de mama con cierta frecuencia. El pronóstico suele ser bueno si se actúa a tiempo y si no hay síntomas ni hallazgos radiológicos sospechosos de metástasis en pulmón. En relación a la prevención de las neoplasias de mama sería interesante esterilizar a las hembras ya que las hormonas que generan las gónadas influyen en la aparición y diseminación de los tumores de mama. En nuestra clínica vemos con cierta frecuencia esta patología en cobayas, aunque tenemos más casos en animales del sexo masculino. Los tumores de mama en los cobayos machos suelen ser malignos (adenocarcinomas), tienen peor pronóstico y reducen marcadamente su esperanza de vida. En el caso concreto de Yogui, aunque se trataba de un adenocarcinoma, la resección quirúrgica fue curativa. Un año después de la cirugía acudió a nuestra clínica por un problema dental; se revisó la zona operada y la mama contralateral, y no se observó ningún tipo de crecimiento.

Figura 2. Detalle de la masa en la mama izquierda de Yogui.

Figura 3. Inducción de la anestesia inhalatoria con mascarilla.

95

96

Casos ClíniCos de animales exótiCos

MAMÍFEROS

seCuenCia gráfiCa de una masteCtomía unilateral en Cobayo

Figura 4. Preparamos la zona quirúrgica, para ello usamos tiras de esparadrapo de papel esterilizado que nos permiten delimitar la zona que extirparemos.

Figura 5. Seccionamos la piel con un escalpelo y con las tijeras, realizando un corte oval para extraer por completo la mama y el pezón.

Figura 6. Con la ayuda de unas pinzas Adson levantamos la piel seccionada para exponer el tejido subcutáneo y la mama.

Figura 7. Con las pinzas bipolares del electrobisturí, cauterizamos y seccionamos la grasa subcutánea.

9

10

Figura 8. Practicamos una disección roma de los tejidos que rodean la mama.

Figuras 9 y 10. Extraemos la neoplasia de la mama mediante disección roma con las tijeras. Es muy útil el uso del electrobisturí eléctrico con pinzas bipolares para cauterizar los vasos que nutren el tumor mamario.

animales exótiCos reptiles y anfibios

98

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Caso ClíniCo 19

Hipovitaminosis en Tortugas de Florida (Trachemys scripta scripta y Trachemys scripta elegans)

Reseña de los paCientes Especie

Tortugas de agua dulce (Trachemys scripta scripta y Trachemys scripta elegans).

Motivo de la consulta

Los animales tienen los ojos hinchados, uno de ellos con costras en los párpados, otro presenta una mancha blanca en la córnea y el último tiene los párpados muy hinchados. No comen nada desde hace un par de meses.

HistoRia ClíniCa Los animales viven en un acuario pequeño en el interior de casa. Una bombilla de 60W ilumina el acuario y cambian el agua cada vez que la ven sucia (aproximadamente cada 3-4 días). Una de las tortugas tiene 5 años y las otras unos 8-10 años. Las alimentan con gambitas liofilizadas (“Gammarus”) dos o tres veces al día. Hace unos años comían de todo: chorizo, jamón dulce, carne y pescado, pero se ensuciaba mucho el agua y la alimentación se cambió a la actual. Las gambitas liofilizadas se las comen muy bien. Los meses de más frío, los quelonios están menos activos y duermen (hibernan). El agua del acuario no se calienta con esterilla o calentador de agua. Durante el verano las sacan a tomar el sol directo 4 horas al día. Desde que las tienen nunca han manifestado ningún síntoma de enfermedad, tampoco han visto la necesidad de llevarlas al veterinario.

síntomas ClíniCos Las tortugas muestran los ojos hinchados, una de ellas presenta costras en los párpados, otra una mancha blanca en la córnea y otra tiene los párpados muy hinchados (figs. 1-4). Además, no comen nada desde hace un par de meses.

exploRaCión de los animales Se observan lesiones diferentes en los tres animales, uno de ellos tiene blefaroedema bilateral (fig. 1) y pérdida de peso, el segundo tiene una úlcera corneal (fig. 2) y el tercero tiene hiperqueratosis de la piel de los párpados (figs. 3 y 4). En el caso de las córneas se aprecia que están levemente opacas y no brillan (figs. 2 y 3). Se puede comparar con el ojo de

una tortuga sin hipovitaminosis A (Chelydra serpentina, fig. 5), en la que se ven reflejados los fluoresencentes en la córnea.

diagnóstiCo difeRenCial • Mala alimentación crónica-hipovitaminosis A. • Conjuntivitis o blefaritis purulenta bacteriana/vírica/fúngica. • Úlcera corneal.

pRuebas ComplementaRias de exploRaCión No se realizaron pruebas complementarias en estos animales.

diagnóstiCo final Tras obtener una respuesta positiva al tratamiento con vitamina A, se puede llegar a la conclusión de que el diagnóstico definitivo es una hipovitaminosis A.

tRatamiento y seguimiento del Caso Las tortugas se tratan con inyecciones intramusculares (en el cuádriceps femoral) de vitamina A, a razón de 2.000 UI/kg y repetición a los 15 días. Además, se limpian los ojos con un bastoncillo para retirar el material que se acumula entre los dos párpados y se aplica una pomada oftálmica con cloranfenicol (Oftalmolosa Cusí Cloranfenicol®, fig. 6). Por otra parte se cambia la dieta, se pasa a alimentar al animal con piensos para tortuga semiacuática enriquecidos o bien balanceados con vitamina A y/o dieta natural: carne roja, pescado blanco, gusano de tierra, caracoles, calamar, sepia, etc. Añadimos también al menú semanal unos trocitos de hígado (de cordero, vaca, ternera, conejo, pavo o pollo).

enfermedades ligadas a un mal manejo y/o alimentación

Figura 1. Trachemys scripta scripta con blefaroedema/blefaritis. Las deficiencias crónicas de vitamina A suelen producir hiperplasia conjuntival, lesión que se muestra en esta figura.

Figura 2. Trachemys scripta elegans con úlcera en la córnea y opacidad de la misma, no brilla (hecho muy indicativo de hipovitaminosis A).

Figura 3. Trachemys scripta elegans con hiperqueratosis de la piel de los párpados. Se produce un engrosamiento de las capas más externas de la epidermis palpebral.

Figura 4. Trachemys scripta elegans con hiperqueratosis de la piel de los párpados.

Figura 5. Chelydra serpentina: detalle del ojo de una tortuga sin hipovitaminosis A. En el ojo se pueden ver reflejadas las luces fluorescentes.

Figura 6. Modo de aplicar la pomada en los ojos de las tortugas.

observaciones

La vitamina A es necesaria para el buen estado de las mucosas y la piel de los animales. Además, es una vitamina que no sintetiza el organismo del animal por lo que la tiene que ingerir en forma de betacarotenos o de retinol. En las especies principalmente carnívoras se puede suplementar la dieta con hígado una vez por semana, para aportarles vitamina A. En el caso de las especies herbívoras la asimilan a partir de los betacarotenos de las frutas y hortalizas (los que tienen colores naranja y amarillos por regla general).

Como pruebas complementarias, podría plantearse al propietario un análisis de sangre completo para ver si el animal presenta alguna alteración en su hemograma y valorar si hay anemia (el hematocrito de estas especies debe encontrarse en torno al 26%). También puede valorarse la función renal y la hepática. No obstante, en este caso no se realiza ninguna de las pruebas citadas por razones económicas.

99

100

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Caso ClíniCo 20

Otitis en tortugas americanas (Trachemys scripta elegans y Terrapene carolina)

Reseña de los paCientes Especie

Tortuga de Florida de orejas rojas (Trachemys scripta elegans) y Tortuga Caja Americana (Terrapene carolina triunglis).

Edad

15 y 9 años respectivamente.

Sexo

Hembras.

Motivo de la consulta

Los animales tienen la zona de detrás de las orejas aumentada de tamaño desde hace unos meses. Llevan varios días sin comer.

HistoRia ClíniCa La Tortuga de Florida vive en una terraza de 55 m2 con acceso a una piscina donde toma el sol. Se alimenta de gambitas liofilizadas, aunque también come algo de carne y salchichas tipo frankfurt. Jamás ha puesto huevos. Nunca ha estado enferma ni ha visitado a ningún veterinario. La Tortuga Caja Americana nos la envían por mensajería. Vive en un jardín (en la zona de Valencia). Hiberna, aunque suele ser por poco tiempo. El animal nunca ha tenido problemas destacables. Su dieta, compuesta por caracoles, carne de pollo, verduras variadas y frutas, es correcta y las condiciones ambientales son idóneas.

Figura 2. Trachemys scripta elegans con otitis bilateral, vista frontal.

síntomas ClíniCos Los animales tienen la región timpánica aumentada de tamaño. El abultamiento es mayor en la Tortuga de Florida (figs. 1 y 2) y más discreto en la Terrapene carolina (figs. 3 y 4). El tímpano protruye varios milímetros y la palpación de la región revela que se trata de una masa dura. Estos últimos días han dejado de comer, aunque los animales no han bajado de peso.

Figura 3. Tortuga Caja Americana (Terrapene carolina triunglis) con abultamiento en la zona del oído derecho.

Figura 1. Tortuga de Florida de orejas rojas (Trachemys scripta elegans) con otitis bilateral, vista dorsal.

Figura 4. Terrapene carolina triunglis, vista dorsal de la cabeza, se aprecian las dos zonas de las orejas abultadas.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

exploRaCión de los animales

diagnóstiCo final

Se observa una tumoración en la zona de la membrana timpánica que hace relieve hacia el exterior de dicha membrana. Cuando se explora la cavidad bucal, al presionar el oído se observa una secreción densa y blanquecina a nivel del orificio de salida de la trompa faringotimpánica a la boca (fig. 5). La Tortuga Caja Americana, tiene ambos oídos ligeramente abultados, pero la exploración no aporta ninguna información extra.

La cirugía confirma la sospecha de absceso aural. A continuación se muestran una serie de figuras en las que se muestra paso a paso la resolución quirúrgica del absceso aural en la Tortuga de Florida (figs. 6 y 7) y en la Tortuga Caja Americana (figs. 8-12).

Figura 6. Pus caseoso que extraemos una vez seccionada la membrana timpánica.

Figura 5. Material purulento en la boca de Trachemys scripta elegans. El pus drena a la faringe a través del orificio de la trompa faringotimpánica.

diagnóstiCo difeRenCial • Hipovitaminosis A. • Otitis media. • Neoplasia.

pRuebas ComplementaRias de exploRaCión Se sugiere a los propietarios realizar una radiografía de cráneo para evaluar el oído medio e interno y una analítica general para valorar el estado interno de las tortugas. Se realiza un análisis de sangre a la Tortuga de Florida pero se descarta la radiografía por motivos económicos. Los análisis bioquímicos y hematológicos son normales, aunque destacaríamos en este caso una ligera heterofilia (el 85% de los leucocitos son heterófilos maduros sin alteraciones y el recuento es de 9.000 leucocitos/ml). A la Tortuga Caja Americana no se le realizaron pruebas complementarias.

Figura 7. Membrana timpánica y oído medio inflamado y de mayor de tamaño, una vez retirado el material caseoso de su interior.

tRatamiento y seguimiento del Caso Los quelonios se tratan mediante cirugía. Para ello utilizamos el material convencional: pinzas Adson, portagujas, mosquitos, tijeras de punta roma, cucharita, etc. Premedicamos con morfina 1,5 mg/kg. Anestesiamos con propofol 10 mg/kg, mediante inyección intravenosa lenta . Se consigue un plano anestésico correcto a los 5-10 minutos de la inyección que se mantiene durante unos 10-15 minutos (fig. 13). Realizamos un corte semicircular en la mitad inferior de la membrana timpánica, justo en la zona donde se une a la piel (figs. 8 a 10). Retiramos el contenido caseoso del interior del oído (figs. 6, 9, 10). Limpiamos a presión con clorhexidina diluida al 2% y cerramos la incisión quirúrgica dando dos puntos de sutura en U con polipropileno 3/0 (figs. 11 y 12).

101

102

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Al día siguiente, se le da el alta a la Tortuga de Florida y se trata en casa con inyecciones de enrofloxacina al 2,5% a dosis de 5 mg/kg IM cada 24 horas durante 10 días. También se le administra una dosis de vitamina AD3E (2.000 UI de vitamina A/kg). La Tortuga Caja Americana se queda unos días hospitalizada, se medica con ceftazidima 20 mg/kg IM cada 48 horas, 5 inyecciones. También se le administra meloxicam 0,2 mg/kg IM cada 24 horas durante 5 días. Figura 8. Incisión en forma de media luna en la zona ventral de la membrana timpánica.

Figura 9. Extracción del material caseoso del oído derecho.

Figura 10. Extracción del material caseoso del oído izquierdo.

obseRvaCiones Las causas que provocan otitis en los quelonios son diversas: hibernaciones inadecuadas que provocan inmunosupresión e infección de la boca, lesiones traumáticas de los tímpanos, infecciones ascendentes desde la faringe, déficit de vitamina A en la dieta, etc. La mayor parte de animales a los que se diagnostica un absceso aural en la Clínica Exòtics reciben una dieta pobre (las gambitas Gammarus son el alimento principal en la dieta de las tortugas carnívoras). Recomendamos cambiar los hábitos alimenticios de estos animales añadiendo mayor variedad de carne a la dieta y sobre todo incorporando 2 o 3 veces al mes hígado de ternera, ovino, pollo, conejo, etc. También inoculamos dos dosis de vitamina A, a razón de 2.000 UI/kg. Es importante no superar esta concentración, ya que el exceso de vitamina A puede provocar una hipervitaminosis A yatrogénica con consecuencias muy negativas para la tortuga (descamación e infecciones de la piel por exposición de las capas germinativas de la epidermis). La Tortuga Caja Americana probablemente desarrolló la otitis bilateral durante la hibernación. El animal manifestó los síntomas descritos en marzo, justo después del periodo invernal. Se aconseja al propietario que evite al menos durante 1 o 2 años que la paciente hiberne. También se recomienda administrar fuentes naturales que contengan vitamina A o sus precursores (hígado, flores amarillas, frutas, etc.) (fig. 14).

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

Figura 11. Oído izquierdo con membrana timpánica suturada.

Figura 12. Vista frontal de la Terrapene carolina triunglis una vez suturados los dos tímpanos.

Figura 13. Inyección intravenosa (vena caudal dorsal) de propofol (Propovet®).

Figura 14. Terrapene carolina triunglis comiendo fruta, fuente natural de vitamina A. Imagen tomada 3 meses después de ser operada de abscesos aurales.

103

104

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Caso ClíniCo 21

Prolapso de cloaca en una Tortuga de las Estepas Rusas (Agrionemys horsfieldii)

Reseña del paCiente Especie

Tortuga de las Estepas Rusas (Agrionemys horsfieldii).

Edad

2 años.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

El animal tiene parte del tejido cloacal prolapsado y edematoso.

HistoRia ClíniCa

exploRaCión del animal

Se trata de una tortuga de tierra de 75 gramos que vive en un terrario interior. La compraron en septiembre y ha pasado los meses de otoño e invierno dentro de casa. Come correctamente vegetales variados, pero no la han sacado nunca a tomar el sol por miedo a que se enfríe. No tiene ninguna fuente de luz ultravioleta y mantienen la temperatura a 28 °C mediante una esterilla para reptiles (fig. 1).

La tortuga presenta una deshidratación marcada, mucosas pálidas y parte del tejido cloacal exteriorizado, inflamado y edematoso (fig. 2). El animal está muy blando al tacto, cuando se presiona el caparazón o el peto se hunden, lo que indica un estado avanzado de descalcificación de los huesos del caparazón (fig. 3).

síntomas ClíniCos El quelonio tiene parte de la cloaca prolapsada, aumentada de tamaño y muy edematosa (fig. 2). El caparazón está blando, y el animal ha perdido el apetito en las últimas semanas. Tiene los ojos un poco hundidos y la piel bastante seca. Hace tres o cuatro días que ya no come ni defeca.

diagnóstiCo difeRenCial • Prolapso cloacal: • Por presencia de cuerpo extraño. • Por parasitosis intestinal. • Por gastroenteritis vírica/bacteriana/fúngica. • Por hipocalcemia. • Enfermedad metabólica ósea (EMO).

Figura 1. Tortuga de las Estepas Rusas (Agrionemys horsfieldii) con su alimento habitual.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

Figura 2. Detalle de la zona prolapsada que se corresponde con el intestino grueso y una parte de la cloaca.

Figura 3. Para saber si el animal está correctamente calcificado, se presiona el peto y el caparazón a la vez con el pulgar e índice. Si se hunde alguna de las estructuras, es indicativo de una mala mineralización de los huesos, y por lo tanto se debe sospechar de EMO.

pRuebas ComplementaRias de exploRaCión Se extrae una pequeña cantidad de sangre de la vena yugular para realizar un análisis bioquímico (necesitamos 0,1 ml de sangre entera heparinizada para analizar con Vetscan2®, rotor avian/reptilian profile plus, figs. 4 y 5), un hematocrito y una citología. Del análisis resaltamos: hipocalcemia (6 mg/dl), hiperfosfatemia (8 mg/dl) y una ligera anemia (hematocrito 19%). La citología sanguínea nos indica una ligera leucopenia y presencia de múltiples células rojas inmaduras (eritrocitos con citoplasma más basófilo, de tamaño menor y numerosas mitosis) (fig. 6). Se plantea realizar un análisis coprológico, aunque el animal no puede defecar por el prolapso y no podemos recoger restos de heces.

 Figura 4. Máquina que usamos para el estudio bioquímico de la sangre de los reptiles de reducido tamaño, VetScan2®.

Figura 5. Rotor del VetScan2® que mide los parámetros que nos interesa conocer de un quelonio enfermo: ácido úrico, calcio, fósforo, ácidos biliares, GOT, albúmina, etc.

Figura 6. Citología sanguínea de la tortuga a 1.000×. Se aprecian numerosos eritrocitos con el citoplasma más oscuro y la presencia de mitosis en sangre periférica, indicativo de que el animal está regenerando la sangre.

105

106

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Figura 7. Vendaje compresivo con hielo o manitol para reducir el tamaño del tejido prolapsado y edematizado. Vista lateral.

diagnóstiCo final Prolapso por hipocalcemia. Enfermedad metabólica ósea (EMO).

Figura 8. Vendaje compresivo con hielo o manitol para reducir el tamaño del tejido prolapsado y edematizado. Vista ventral.

tRatamiento y seguimiento del Caso Se le aplican gasas con hielo para intentar reducir el tamaño del tejido edematoso prolapsado (figs. 7 y 8). También ayudamos a que el líquido se reabsorba impregnando las gasas con manitol y manteniéndolas en contacto con la cloaca. Una vez que se reduce considerablemente el volumen del tejido exteriorizado, se anestesia el animal con alfaxalona 10 mg/kg IV. Procedemos a la reintroducción del prolapso a través del ano ayudándonos de torundas y lubricando la cloaca con sustancias hidrosolubles (fig. 9). Cuando se haya reducido el prolapso, evitamos que vuelva a salir colocando un par de puntos simples a ambos lados de la cloaca (fig. 10). El tratamiento médico consiste en inyecciones de gluconato cálcico 100 mg/kg IO, IM o IV. En esta tortuga, debido a su escaso peso, se opta por inyectar el calcio intraóseo (IO). Durante su hospitalización se dan quelantes de fósforo vía oral (Maalox suspensión®).

Se desparasita con fenbendazol a dosis de 50 mg/kg (fig. 11) y se administra papilla Oxbow® (Fine Grind) por vía oral mediante una sonda rígida cada 24 horas (fig. 12). Los puntos se retiran en 7-10 días, y se mantiene al paciente en observación durante unos días para ver si la cloaca se vuelve a prolapsar. Otro factor importante a tener en cuenta para una buena recuperación del animal es la correcta exposición a la luz ultravioleta B, por la que se mantiene a la tortuga con baños de luz ultravioleta B al 10% durante 14 horas al día (fig. 13, bombilla de vapor de mercurio, Powersun®).

 Figura 9. Lubricante que usamos para introducir el tejido prolapsado con un hisopo estéril.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

Figura 11. Fenbendazol líquido. Usamos este producto para desparasitar a la mayor parte de los reptiles contra los nematodos intestinales.

Figura 10. Colocación de dos puntos de sutura (polipropileno 4/0) a ambos lados de la cloaca para evitar que el animal exteriorice de nuevo el prolapso.

Figura 12. Para administrar ciertos fármacos vía oral usamos sondas rígidas metálicas como las que se muestran en la figura. Cuando tenemos que realizar tratamientos largos, y en animales de un tamaño mayor, colocamos una sonda esofágica.

obseRvaCiones Los prolapsos cloacales son patologías relativamente frecuentes en reptiles, sobre todo en quelonios. Las causas que los provocan son muy diversas, aunque las más comunes son presencia de cuerpos extraños, parasitosis intestinales y estados metabólicos incorrectos como hipocalcemias y/o hiperfosfatemias (EMO). También hemos visto reptiles con prolapsos cloacales por infestaciones de protozoos flagelados (tricomonas) y amebas.

Figura 13. Bombilla recomendada para exponer al quelonio a la radiación ultravioleta B.

107

108

CASOS CLÍNICOS DE ANIMALES EXÓTICOS

REPTILES

CASO CLÍNICO 22

Ingestión de cuerpos extraños en tortugas de agua dulce (Trachemys spp. y Pseudemys spp.)

RESEÑA DE LOS PACIENTES Especie

Tortugas de agua dulce (Trachemys scripta scripta y Pseudemys nelsoni).

Motivo de la consulta

No pueden defecar desde hace unas semanas. Una de ellas hace tiempo que no come, otra hace siete días que come mal y la última la traen porque tiene tejido prolapsado en la zona anal.

HISTORIA CLÍNICA A continuación se presentan tres casos de distintos propietarios. Se trata de tortugas del género Trachemys (fig. 1) y Pseudemys (fig. 2) con problemas de anorexia, dificultad para defecar y prolapso de cloaca. El primer animal (una Trachemys spp.) vive en una tortuguera de cristal que tiene diferentes ambientes (una parte con agua, otra sin agua y una rampa). La rampa está forrada con césped artificial. Dentro del agua tiene un calentador. El acuaterrario se ilumina con una bombilla de bajo consumo que emite radiación ultravioleta B en una proporción del 10% (fig. 3). Dicha bombilla se cambia cada seis meses. El animal está todo el año en el interior de casa, no se expone a la luz solar directa. Se alimenta con carne cruda roja y de pollo, pescado blanco y calamar crudo. Los propietarios desde que la tienen nunca han observado ningún síntoma de enfermedad, ni han visto la necesidad de llevarla al veterinario. Hace más de un mes que el animal no come nada de lo que le ofrecen.

El segundo animal (otra Trachemys spp.) se llama Lola aunque es un macho. Tiene unas condiciones de mantenimiento similares al animal anterior; sin embargo, vive en un acuaterrario de dimensiones reducidas (80 x 40 x 40 cm). Carece de rampa y el suelo de éste está forrado de césped artificial. La dieta es a base de pienso y gambitas liofilizadas. Hace un año se le realizó una revisión y se informó a los propietarios de la necesidad de proporcionar una dieta más equilibrada. El animal pesa 950 gramos. Lo traen de urgencia porque presenta un prolapso cloacal detectado una hora antes. El tercer animal de nombre Terminator vive en un acuario de grandes dimensiones, con filtro de agua, calentador, fluorescente con radiación ultravioleta B, etc. El sustrato que utilizan en el fondo del acuario son piedrecitas de colores (azules y rojas) que compraron en una tienda de peces ornamentales para decorar el fondo de los acuarios. Es un macho de grandes dimensiones de la especie Pseudemys nelsoni (fig. 2). En el momento de la visita pesa 1,454 kg. Lo llevan a la clínica porque el animal come mal desde hace una semana.

Figura 1. Trachemys scripta scripta, Tortuga Escurridiza.

Figura 2. Terminator, Pseudemys nelsoni o Tortuga de Vientre Rojo.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

Figura 3. Bombilla de bajo consumo que emite radiación ultravioleta B en una proporción del 10%.

síntomas ClíniCos La primera tortuga hace esfuerzos para defecar pero no puede. Tiene el pene prolapsado (fig. 4). Lola (la segunda tortuga) presenta un prolapso de la cloaca. La condición corporal es correcta en el momento de la exploración. Terminator hace una semana que no come adecuadamente y le notan un comportamiento extraño, intenta vomitar y está muy intranquilo.

~ Figura 4. Prolapso de pene y fibras plásticas asomando por el ano de la tortuga.

 Figura 5. Detalle del césped artificial que se ha tragado el quelonio y que no puede expulsar.

exploRaCión de los animales En la primera tortuga se observa en la zona anal el contenido fecal que no acaba de salir y el pene prolapsado. Se intenta extraer este contenido y se observan tiras finas de plástico verde y negro. El animal muestra dolor cuando se manipula el pene, por lo que se decide amputarlo. Lola es un macho adulto de 12 años de la especie Trachemys scripta scripta. El animal es visitado de urgencia. En la exploración destaca un prolapso de parte de la cloaca o del intestino grueso. El tejido prolapsado tiene estrías longitudinales lo que hace sospechar de que se trate del intestino. El animal pesa 994 gramos. Se plantea anestesiarlo para recolocar el tejido prolapsado y realizar pruebas para diagnosticar la causa del prolapso.

Terminator es una Tortuga de Vientre Rojo. En la exploración no se detecta ninguna alteración destacable. A los propietarios se les plantea realizar pruebas complementarias para diagnosticar qué le sucede.

diagnóstiCo difeRenCial Ingestión de cuerpo extraño. Cloacitis. Cálculo en cloaca. Gastroenteritis o enteritis por ingestión de cuerpo extraño. Perforación intestinal, obstrucción intestinal o invaginación intestinal. • Prolapso de pene. • Prolapso de cloaca/intestino. • • • • •

pRuebas ComplementaRias de exploRaCión

Figura 6. Radiografía DV de Terminator. Se observa una zona radiopaca central que se corresponde con un grupo de piedrecitas retenidas en el intestino.

Al primer animal no se le realizan pruebas complementarias. A Lola se le realiza una radiografía para descartar la presencia de algún cuerpo extraño, gas en el intestino, constipación, etc. También se plantea realizar un examen coprológico. El animal permanece hospitalizado pero no defeca ninguno de los días. A Terminator se le realiza una radiografía y un análisis de sangre completo.

109

110

CASOS CLÍNICOS DE ANIMALES EXÓTICOS

REPTILES

| Figura 10. Papilla que se usa para alimentar al animal durante el tiempo de recuperación.

| Figura 11. Contraste para realizar radiografías del tubo digestivo.

DIAGNÓSTICO FINAL

TRATAMIENTO Y SEGUIMIENTO DEL CASO

En la primera tortuga se diagnostica obstrucción cloacal por presencia de cuerpo extraño plástico y prolapso de pene por irritación de la mucosa cloacal debido a la presencia de los cuerpos extraños en esta zona (figs. 4 y 5). Lola no muestra ninguna alteración en el examen radiográfico. Se reduce el prolapso pero no llegamos inicialmente al diagnóstico etiológico del problema. Terminator muestra en la radiografía una zona impactada en el intestino con presencia de estructuras muy radiopacas compatibles con las piedrecitas que tiene el animal como sustrato en el acuario donde vive (fig. 6).

La primera tortuga se anestesia con propofol 10 mg/kg mediante una inyección intravenosa lenta en la vena dorsal de la cola. Se amputa el pene y se dilata la zona anal y cloacal con gel lubricante K-Y Jelly®. Con ayuda de unas pinzas se extraen las fibras plásticas retenidas en la cloaca (figs. 7-9). Durante el posoperatorio, se trata a la tortuga con antibiótico, neomicina 10 mg/kg PO cada 24 horas. Se alimenta mediante sonda rígida durante una semana con la dieta Recovery de Royal Canin® (fig. 10). El animal se somete a revisión a los 15 días de la intervención. Recupera el apetito y durante unos días expulsa fibras plásticas. Actualmente excreta heces con forma, contenido y tamaño normal. La segunda tortuga, Lola, se anestesia con alfaxalona 10 mg/kg IV. Se recoloca el tejido prolapsado y se dan dos puntos de sutura simples a ambos lados de la cloaca. El animal se recupera rápidamente de la anestesia, y se le da el alta con tratamiento a base de meloxicam 0,2 mg/kg IM cada 24 horas. La tortuga se presenta a revisión a los 15 días de la reducción del prolapso y se le retiraran los puntos de los lados de la cloaca. Ocho días después el animal vuelve a prolapsar el mismo tejido. Se le realiza un examen coprológico siendo negativo a parásitos intestinales. En las heces se detecta la presencia de trocitos de plástico-silicona, probablemente de la esterilla que había en el fondo del acuario. Por segunda vez se reduce el prolapso de la misma manera (bajo anestesia). Se plantea a los propietarios realizar radiografías de contraste, para ello se introduce una sonda rígida y se administran 20 ml de sulfato de bario (fig. 11). Se busca una posible obstrucción por cuerpo extraño (moqueta plástica). El animal se trata a partir de este momento con antibióticos parenterales (ceftazidima 20 mg/kg). Se le efectúan revisiones semanalmente para realizar las radiografías y valorar si el contraste quedaba retenido en algún punto. Dos semanas después de la segunda intervención (sin haber

7

8

Figuras 7 y 8. Con ayuda de un portagujas grande, se extraen las fibras de plástico. Se observa el pene amputado.

9

| Figura 9. Se puede observar el tamaño del cuerpo extraño una vez extraído, en este caso un tapón de césped artificial. Uno de los caracteres sexuales secundarios que indican que una tortuga de esta especie es un macho es la presencia de uñas de gran tamaño en las manos, peculiaridad que se aprecia perfectamente en esta imagen.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

quitado los puntos de la cloaca), el prolapso recidiva y las radiografías de contraste no nos dan ninguna información adicional. Se opta por suturar el tejido prolapsado a la pared inguinal del animal mediante una cloacopexia (figs. 12-15), pero el empeoramiento progresivo del animal hace que los

propietarios opten por la eutanasia de la tortuga. La necropsia revela la presencia de un cuerpo extraño plástico (un grupo de fibras de plástico verde de la moqueta) en la luz del intestino delgado (figs. 16 y 17), con una invaginación intestinal a nivel del cuerpo extraño (fig. 18).

seCuenCia gRáfiCa de una CloaCopexia y CueRpo extRaño en el intestino delgado

Figura 12. Se introduce el prolapso cloacal con una torunda para colocar un punto de sutura que fije la cloaca a la pared abdominal (cloacopexia).

Figura 13. Una vez reintroducido el tejido prolapsado, se localiza la torunda desde la fosa inguinal con la intención de colocar un punto de sutura que la atraviese.

Figura 14. Una vez atravesada la torunda, se retira lentamente para ver si está bien colocada. Entonces se recorta el algodón y desde la zona inguinal se estira la sutura y se anuda.

Figura 15. Se coloca un punto de sutura en la pared abdominal a nivel de la fosa inguinal.

Figura 16. Intestino delgado con el cuerpo extraño plástico en su interior.

Figura 17. Sección longitudinal para extraer el cuerpo extraño.

Figura 18. Invaginación intestinal provocada por la ingestión de las fibras plásticas del césped artificial.

111

112

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

La tercera tortuga, Terminator, manifesta aumentos en los valores de las transaminasas hepáticas, aunque el resto de parámetros están aparentemente normales. La radiografía permite apreciar una zona radiopaca compatible con un acúmulo de piedrecitas en el intestino delgado (fig. 6). Se repite la radiografía a los 10 días y se observa que la zona radiopaca estaba localizada en idéntica posición. En este caso se opta por la cirugía abdominal para resolver el problema obstructivo. Para ello se practican una osteotomía del plastrón y una enterotomía. El acceso a la cavidad abdominal se realiza de la misma manera que en el caso 35. Los productos utilizados para la preanestesia y anestesia son también los mismos que se utilizan en dicho caso. Una vez localizada la parte del intestino obstruida, se envuelve con gasas humedecidas con suero salino atemperado y se seccionan las capas intestinales con un corte longitudinal (figs. 19 y 20). Se extraen las piedrecitas y se cierra la pared intestinal con sutura sintética reabsorbible de 5/0 (Novosyn®) realizando un patrón simple

Figura 26. Los animales que se someten a una cirugía abdominal, si se visualiza su hígado alterado (en tamaño, forma o color), se suelen tratar con protectores hepáticos. Se usa con cierta frecuencia la silimarina u otras sibilinas.

continuo en la mucosa y un patrón invertido continuo en la capa muscular y en la serosa (fig. 21). Hay que asegurarse de que no existe ninguna fuga de contenido desde el intestino seccionado hacia la cavidad celómica, y posteriormente se puede suturar el abdomen (figs. 22-25). Al ver el hígado muy pálido, se extirpa una pequeña porción para su estudio histopatológico. Se coloca una sonda esofágica a la tortuga para realizar la alimentación forzada y para vehicular la medicación poscirugía (fig. 2).

seCuenCia gRáfiCa de la extRaCCión de piedRas en el intestino delgado

Figura 19. Para extraer las piedras retenidas, una vez abierto el plastrón, se localiza la parte de intestino que las contiene.

Figura 20. Se realiza un corte longitudinal en el intestino y se extraen los cuerpos extraños.

Figura 21. Una vez eliminadas las piedrecitas se cierra el intestino con sutura de 5/0 (Novosyn®).

Figura 22. Con la misma sutura, se cierra el peritoneo o celoma evitando las venas abdominales ventrales.

Figura 23. Una vez suturada la membrana celómica, se recoloca la parte de peto serrado a modo de ventana.

Figura 24. Se coloca una pasta a base de resina Epoxi para sellar el peto. Ésta se retira al cabo de 1-2 años.

Figura 25. Mezcla del contenido intestinal con las piedrecitas que habían producido la obstrucción del intestino.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

seCuenCia gRáfiCa de RadiogRafías de Reptiles que Han ingeRido CueRpos extRaños

Figura 27. Camaleón que ha ingerido gran cantidad de arena (sustrato del terrario donde vive).

Figura 28. Iguana en la que se observa una anilla abierta en el estómago.

Figura 29. Iguana iguana que se tragó una moneda de 20 céntimos.

Figura 30. Tortuga de tierra que se tragó un tornillo.

Figura 31. Tortuga Mordedora Común que se comió una pinza de tender la ropa.

Figura 32. Tortuga de Tierra Africana que ingirió gran cantidad de piedrecitas del suelo del terrario (tierra para gato o sepiolita).

Tras la cirugía, el animal se mantiene cinco días hospitalizado. Se medica con antibióticos, ceftazidima 20 mg/kg IM cada 48 horas y metronidazol 20 mg/kg PO cada 24 horas y silimarina (cardo mariano) 100 mg/kg PO cada 24 horas, para proteger el hígado (fig. 26). El animal evoluciona favorablemente y se le da el alta tres semanas después de la cirugía. La resina colocada para sellar el peto, se retira al cabo de un año o año y medio.

obseRvaCiones Es importante, en casos como los aquí mostrados, realizar una buena anamnesis para tener todos los datos referentes a las dietas y el hábitat en el que se mantiene a las mascotas. Los propietarios no mencionaron durante la exploración de la primera tortuga y de Lola que éstas se comían el césped del acuario; sin embargo, cuando les comentamos que veíamos la presencia de estructuras plásticas en la cloaca, entonces

afirmaron que veían habitualmente que la tortuga mordía el césped, pero no le daban importancia porque llevaba años haciendo lo mismo. No se recomienda el uso de sustratos que puedan ser ingeridos por los animales, por lo que se descartan las piedras de tamaño reducido, los sustratos plásticos y textiles tipo moqueta, la corteza de árbol o de coco poco troceada, etc. No se sabe el motivo exacto por el cual los reptiles ingieren cuerpos extraños. Las tortugas son animales con especial propensión a ingerir el sustrato y las piedras del acuaterrario. Esto se denomina geofagia o litofagia (cuando ingieren piedras). La mejor prevención de los cuerpos extraños en el intestino es evitar que éstos estén al alcance de los animales. Es bastante común observar durante un examen radiográfico rutinario la presencia de estructuras anormales en el interior de los reptiles (figs. 27-32).

113

114

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Caso ClíniCo 23

Enfermedad metabólica ósea (EMO) en unas crías de Dragón Barbudo (Pogona vitticeps)

Reseña del paCiente Especie

Dragón Barbudo (Pogona vitticeps).

Edad

2-3 meses.

Motivo de la consulta

La mayor parte de las crías tienen la cola deformada.

HistoRia ClíniCa Se trata de varias crías que tienen la cola deformada (fig. 1). Todas las pogonas pequeñas son de la misma madre y corresponden a la cuarta puesta. Los adultos, machos y hembras, viven en terrarios interiores, con fuentes de calor y de luz ultravioleta B. Son alimentados con grillos, saltamontes, langostas, gusanos y una vez al mes con crías de ratón sin pelo. Normalmente complementan la dieta con complejos vitamínicos, pero hace seis meses que no añaden calcio al alimento. Las crías de las puestas anteriores nacieron y se desarrollaron sin problemas (fig. 2), exceptuando una cría que tuvo este mismo problema, la cola en zig-zag (fig. 3).

síntomas ClíniCos El síntoma más relevante es que tienen las colas deformadas (figs. 1 y 3). El propietario de los animales es criador de reptiles desde hace unos años y tuvo anteriormente un caso similar en un ejemplar subadulto (fig. 3).

exploRaCión de los animales

Figura 2. Crías normales de Pogona vitticeps. Estos animales no han padecido descalcificaciones ni deformidades del esqueleto.

diagnóstiCo difeRenCial • Malformaciones por una incorrecta temperatura en la incubación de los huevos. • Déficit en calcio, enfermedad metabólica ósea (EMO). • Traumatismos.

Las crías de Dragón Barbudo tienen una buena condición corporal, no hay retraso en el crecimiento, comen bien, están activas, atentas y se mueven correctamente. Algunas tienen cierta dificultad de movimiento del tercio posterior e incluso se les detecta algún temblor en las extremidades. Figura 1. Crías de Pogona vitticeps con la cola deformada. 

Figura 3. Pogona vitticeps subadulta (de una puesta anterior) con la cola en zig-zag.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

pRuebas ComplementaRias de exploRaCión

Figura 4. Detalle radiográfico de la cola deformada de la pogona subadulta.



La exploración de los animales sugiere que las lesiones observadas en las colas son consecuencia de una mala calcificación de la estructura ósea del apéndice. Se realizan radiografías de los animales para corroborar el estado de calcificación-deformación de los huesos (fig. 4 y 5).

diagnóstiCo final El diagnóstico definitivo es descalcificación ósea, deformación de la cola, enfermedad metabólica ósea (EMO).

tRatamiento y seguimiento del Caso No es posible volver a recuperar la posición normal de la cola en estos animales, debido a que las vértebras coccígeas ya están formadas y calcificadas. En algunos casos cuando el animal crece, la cola deformada puede ser un problema. En ocasiones el animal no puede moverse correctamente o no puede defecar, es en estos casos cuando se puede plantear la amputación de la cola del reptil. En los Dragones Barbudos las colas no tienen zonas preformadas de ruptura, es decir, no hay posibilidad de autotomía, por lo que se recomienda realizar la amputación con el animal anestesiado, seccionando entre dos vértebras coccígeas. En la radiografía podemos ver el detalle de una cola de un Geco Leopardo (Eublepharis macularius) con las zonas preformadas de ruptura marcadas con flechas verdes (fig. 6). Estas líneas no se aprecian en la cola de los agámidos, a diferencia de los gecónidos, lacértidos e iguánidos (fig. 7).

Figura 6. Detalle de las zonas preformadas de ruptura de la cola de un Geco Leopardo.

Figura 7. Líneas preformadas de ruptura en la cola de una Iguana iguana. A diferencia de los agámidos, los iguánidos suelen soltar voluntariamente la cola en casos de amenaza.

Figura 5. Radiografía de dos Dragones Barbudos subadultos, uno con la cola normal y otro con la cola deformada por la EMO.

La dieta de estos animales se enriquece con carbonato cálcico (fig. 8) espolvoreado encima de los insectos que se les da de comer. Se colocan fuentes de luz ultravioleta B (8% o más) a unos 50 cm de distancia de los animales que se cambian cada 5-6 meses.

~ Figura 8. Suplemento de carbonato cálcico en polvo.

obseRvaCiones Las especies principalmente insectívoras suelen tener una dieta con una proporción de calcio/fósforo inadecuada (1:20). Es necesario enriquecer la dieta con carbonato cálcico o con algún alimento rico en calcio pero sin fósforo en su composición. Las hembras de Pogona spp., suelen hacer puestas de muchos huevos (fig. 9), para lo que requieren movilizar el calcio de sus huesos. Cuando el aporte en la dieta no es suficiente o cuando falta exposición a la luz ultravioleta B (esta radiación es la que activa los precursores de la vitamina D para poder realizar una absorción correcta del calcio a nivel intestinal), el animal moviliza el calcio que hay en los huesos para mantener la calcemia. Al movilizar grandes cantidades de este elemento, los huesos planos y largos del cuerpo se desmineralizan, en este caso causando la deformación de las colas de los animales. La cola torcida es uno de los muchos síntomas que puede manifestar un reptil con enfermedad metabólica ósea (EMO). Figura 9. Puesta de 9 huevos de una Pogona vitticeps. 

115

116

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Caso ClíniCo 24

Obstrucción intestinal en una Iguana Verde (Iguana iguana)

Reseña del paCiente Especie

Iguana Verde (Iguana iguana).

Edad

5 años.

Sexo

Macho.

Motivo de la consulta

El animal no come desde hace unos días y está muy apático.

HistoRia ClíniCa

exploRaCión del animal

Bonita es una iguana macho de 5 años (fig. 1). Vive en un terrario de dimensiones correctas, con luz, temperatura y humedad controladas y adaptadas a la especie. Tiene un tronco inclinado que va de una punta a la otra del terrario y de arriba abajo. El sustrato es corteza de coco y le dan de comer en el suelo. La dieta son verduras variadas: escarola, endibia, col, espinaca, canónigo, berro, etc. Gran parte del día la dejan suelta por la habitación en la que está el terrario. El saurio es paciente de la clínica desde muy joven y los controles sanitarios rutinarios anuales han sido siempre satisfactorios (controles de heces y análisis de sangre).

Se aprecia el abdomen ligeramente distendido, con una zona dura a la palpación en la región proximal. El animal no manifiesta dolor profundo al manipularlo. Las mucosas están normales, el retorno capilar es correcto y el resto de la exploración no muestra ninguna alteración significativa.

diagnóstiCo difeRenCial • • • •

Indigestión/retención de heces. Gastroenteritis bacteriana. Cuerpo extraño en estómago/intestino. Organomegalia.

pRuebas ComplementaRias de exploRaCión Se realiza un estudio radiográfico de la cavidad celómica y una analítica general. Se discuten a continuación los resultados de las pruebas.

diagnóstiCo final

Figura 1. Iguana iguana, Bonita. Macho adulto de 3,250 kg.

síntomas ClíniCos El animal ha dejado de comer, está intranquilo, no para de moverse y quiere salir del terrario continuamente. Suele ser un animal muy “tragón” y sin embargo rechaza todo tipo de comida. Defeca cada día, aunque la cantidad ha disminuido en volumen y el excremento es más pastoso de lo habitual.

La radiografía revela la presencia de cierto contenido radiopaco en la primera parte del intestino delgado. Hay una zona de pequeñas dimensiones muy radiopaca que probablemente sea una piedra ingerida (figs. 2 y 3). No se observan cuerpos extraños metálicos ni gas retenido en el resto del tubo gastrointestinal. Los resultados de la analítica sanguínea no arrojan ningún dato significativo que ayude al diagnóstico, y los análisis de las heces son normales.

tRatamiento y seguimiento del Caso Se establece un tratamiento a base de protector gástrico (sucralfato, Urbal®), antibiótico de amplio espectro (enrofloxacina, Baytril® o Alsir® 2,5%) y alimentación con jeringuilla

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

Figura 2. Radiografía LL. Se aprecia una zona radiodensa en el abdomen proximal que se corresponde, probablemente, con el estómago o el intestino delgado. Se delimita con una línea amarilla el intestino/estómago dilatados, y con un círculo verde una piedra a nivel de intestino delgado. El asterisco señala un artefacto metálico del guante de sujeción para realizar la radiografía.

Figura 3. Radiografía DV. Se aprecia una zona radiodensa en el abdomen proximal que se corresponde, probablemente, con el estómago o el intestino delgado. Se marca con un círculo verde una piedra en el intestino.

(papilla de verduras u Oxbow®) (fig. 4). Se plantea al propietario un estudio radiográfico de contraste para visualizar el tránsito intestinal, pero debido al coste y al largo tiempo de espera del tránsito intestinal (se deben realizar radiografías seriadas a las 24-48-72 horas, 5 y 7 días) (fig. 5) se opta por empezar el tratamiento médico en casa del propietario y ver la evolución. A los 3 días, se visita de nuevo el animal porque está muy apático y ha empezado a vomitar un contenido verde-amarillento que desprende muy mal olor. La iguana ya no defeca. La palpación abdominal es dolorosa y las mucosas están pálidas. Se prepara al animal para realizar una endoscopia o una laparatomía exploratoria y resolver el problema obstructivo intestinal. Se premedica a la iguana con morfina 1,5 mg/kg IM y se induce la anestesia con alfaxalona 10 mg/kg IV (Alfaxan®)

(fig. 6). Se le realiza una endoscopia del tracto digestivo superior con la finalidad de visualizar un posible cuerpo extraño en estómago/duodeno (endoscopio Hopkins 30° Karl Storz® de 18 cm de longitud, 1,9 mm de diámetro) (fig. 7). Al no identificar el problema, se plantea realizar una cirugía abdominal y se mantiene la anestesia con isoflurano. Tras intubarlo con una sonda Rush del 3 sin balón (fig. 8), se suministra una concentración de isoflurano al 2-3,5% durante la cirugía (sistema abierto con T de Ayre, flujo de 1-2 litros de oxígeno/min), que se mantiene a 2-3 rpm. Se aborda la cavidad abdominal por la línea media ventral, mediante una incisión de 4 cm, evitando la vena abdominal ventral que discurre justo por debajo de la piel en la línea media. Accedemos a la cavidad celómica y visualizamos el estómago y el hígado. Podemos ver el contenido fibrinopurulento que sale de un punto del intestino delgado (fig. 9).

Figura 4. Papilla que usamos para la alimentación forzada de reptiles en estado crítico.

Figura 5. Radiografía DV tomada a una iguana con dificultades para defecar por la presencia de un gran cálculo vesical (marcado con el asterisco verde). La radiografía se realiza a la semana de sondarle con sulfato de bario, se aprecia perfectamente la zona del colon saculado con una flecha.

Figura 6. La alfaxalona es el anestésico que utilizamos para inducir anestesias en lagartos y tortugas. Se realiza una inyección intravenosa lenta en 1 minuto. El plano anestésico lo conseguimos a los 3-5 minutos y se mantiene escasamente 15-20 minutos. En este tiempo, hacemos intervenciones quirúrgicas cortas o aprovechamos para intubar al animal.

117

118

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

a

b c

d

e

 Figura 7. a. Pera que utilizamos para insuflar aire a través de los canales de trabajo. b. Trócar y canal de trabajo con el que perforamos la cavidad celómica de los reptiles. Pertenece al endoscopio de 2,7 mm de diámetro y 11 cm de longitud. c. Este es el endoscopio más útil para el diagnóstico en animales exóticos: endoscopio con lente Hopkins de 2,7 mm de diámetro y 11 cm de longitud (Storz®). d. Vaina y canal de trabajo del endoscopio de 18 cm de longitud y 1,9 mm de diámetro. e. Endoscopio que usamos para visualizar los estómagos y tráqueas de la mayoría de los animales exóticos: lente Hopkins de 1,9 mm de diámetro, 30° de inclinación,18  cm de longitud (también de la casa Storz®).

Figura 8. Intubación del animal para mantener la anestesia con isoflurano. Se aprecia el traqueotubo Rush 3 sin balón.

Figura 9. Duodeno de la iguana. Se ve una zona perforada de la que sale un contenido fibrinoso amarillento.

Se exterioriza esta zona del intestino y observamos que hay una dilatación del duodeno proximal con perforación de la pared, y parte del duodeno distal está invaginado sobre sí mismo (figs. 10 y 11). En el intestino invaginado se palpan unas estructuras de 1×0,7 cm aproximadamente. Procedemos a realizar la enterotomía del duodeno dilatado y perforado, y extraemos tres trozos de sustrato de coco que están retenidos en la zona de la intususcepción (fig. 13). A continuación, limpiamos el contenido intestinal, retiramos los cuerpos extraños y recolocamos la porción de intestino afectada, que tiene un aspecto sano a nivel macroscópico (fig. 12). Suturamos la mucosa intestinal con sutura de polipropileno 5/0, utilizando un patrón de sutura simple continuo para luego suturar la capa muscular y la serosa con un patrón invertido continuo (fig. 14). Comprobamos que

no hay fugas y que existe tránsito en la zona afectada del intestino. Lavamos la cavidad celómica con suero fisiológico atemperado añadiendo amikacina (50 mg en 500 ml de suero), y suturamos la capa de musculatura abdominal junto con el peritoneo mediante polipropileno de 3/0, patrón simple continuo. Cerramos la piel con una sutura en U evertida de polipropileno 3/0. El animal se queda ingresado en la clínica durante 3  días, medicado con ceftazidima (20 mg/kg IM cada 48 horas) y metronidazol (20 mg/kg IV inicialmente cada 24 horas). Se mantiene con fluidoterapia IV a razón de 5 ml/h durante las primeras 24 horas y después se continúa la hidratación con papillas forzadas vía oral (Oxbow® Critical Care Fine Grind) (fig. 4). Se le da el alta a las 72 horas, manteniendo la medicación antibiótica en casa por un periodo de 15 días (ceftazidima IM y metronidazol PO).

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

Figura 10. Zona del intestino delgado alterada, con una parte del duodeno de aspecto normal y otra muy dilatada y engrosada. En la parte izquierda de la figura se ve parte del intestino delgado lleno de líquido y muy dilatado. Hay líquido amarillento libre entre las asas intestinales.

Figura 11. Se descubre un tramo de duodeno replegado sobre sí mismo (intususcepción). Se observa cómo intentamos recolocar el intestino.

 Figura 13. Fragmentos de corteza de coco extraídos del duodeno.

Figura 12. Detalle de la zona perforada duodenal por la que fluye el contenido líquido a la cavidad celómica. En este punto se realiza la incisión para retirar el material exógeno que ha producido la intususcepción.

obseRvaCiones Casos clínicos como el de la iguana Bonita son relativamente frecuentes en la clínica diaria de animales exóticos. Muchos reptiles tienen la manía de ingerir cuerpos extraños que tienen a su alcance, ya sea por aburrimiento o porque se confunden cuando comen. Los sustratos que se usan como suelo de los terrarios suelen ser la causa de estos problemas, ya sea por su tamaño o por su composición. También el hecho de dar de comer al animal sobre el sustrato, puede facilitar que por error, ingiera las partículas de éste que se quedan pegadas al alimento. Otras especies que por error también se comen el sustrato son: serpientes cuando cazan el ratón, gecos cuando se comen los gusanos o insectos libres por el terrario, etc. La mejor manera de prevenir la ingestión de cuerpos extraños es evitar que éstos estén al alcance de los animales.

Figura 14. Sutura de la pared intestinal con sutura de polipropileno de 5/0.

Una curiosidad sobre los reptiles es que su organismo apenas reacciona frente a ciertas patologías, en este caso, una obstrucción intestinal con intususcepción por ingestión de cuerpo extraño no generó ninguna alteración remarcable a nivel hematológico ni bioquímico durante los primeros días. Esta cualidad es de gran importancia y hay que tenerla en cuenta para evitar complicaciones como la que se plantea en este caso, la cual se resuelve finalmente de forma satisfactoria, pero que podría perfectamente haber acabado con una septicemia y la muerte del animal.

119

120

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Caso ClíniCo 25

Estomatitis en una Iguana Verde y en una Pitón Bola (Iguana iguana y Phyton regius)

Reseña de los paCientes Especies

Iguana Verde (Iguana iguana) y Pitón Bola (Phyton regius).

Motivo de la consulta

Los dos animales son del mismo propietario y tienen lesiones parecidas en la boca.

HistoRia ClíniCa Se presentan en la consulta una iguana y una serpiente. Los animales viven en terrarios independientes de grandes dimensiones. Cada uno tiene su propio sistema de calefacción constituido por cables eléctricos y bombillas de radiación infrarroja (fig. 1). Se iluminan con fluorescentes que emiten radiación ultravioleta B (5% en la iguana y 2% en la pitón). La iguana come diariamente una mezcla de verduras verdes (bolsas tipo “Florette”) (fig. 2) y la serpiente se alimenta cada 15 días con una rata pequeña (figs. 3 y 4). Hace cuatro meses que la serpiente no come. Los propietarios lo atribuyen a la época del año, debido a que cuando llega el invierno suele estar unos meses sin aceptar el alimento. Ambos animales se visitan anualmente en la clínica, se desparasitan regularmente y nunca han tenido enfermedades relevantes. En invierno los propietarios tuvieron un problema en casa con la calefacción central. Por su parte, los animales estuvieron tres semanas a temperatura ambiente debido a que los cables calefactores no funcionaban y la luz infrarroja se había fundido.

 Figura 1. Lámpara utilizada para calentar los terrarios de los reptiles.

síntomas ClíniCos La iguana ha dejado de comer y tiene la boca entreabierta. Se aprecia gran cantidad de saliva en la boca y el animal está muy quieto, casi no se mueve (figs. 5 y 6). La serpiente tiene la boca y el cuello hinchados. A veces, la ven colocada en posición vertical en uno de los ángulos del terrario con la boca abierta. Presenta tos y se aprecian heridas en toda la mucosa bucal (figs. 7-9).

exploRaCión de los animales

Figura 2. Mezcla de verduras para animales herbívoros estrictos, en concreto para iguanas, ya que son reptiles folívoros estrictos.

Ambos animales presentan lesiones hemorragicopurulentas que afectan a la mucosa bucal, laringe y faringe (figs. 5-9). Se observa una marcada estomatitis necroticopurulenta en la pitón y una estomatitis hemorrágica en la iguana. Esta última ha perdido gran parte de su musculatura y está en un avanzado estado de caquexia. La serpiente manifiesta, en el momento de la exploración, una marcada dificultad para respirar y ruidos inspiratorios y espiratorios. Ambos animales están muy fríos.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

Figuras 3 y 4. Pitón Real comiéndose una rata pequeña. Si se le da una rata muerta, se debe calentar previamente para que la detecte con sus fosetas termorreceptoras.

~ Figura 5. Iguana con gingivitis. Con la boca cerrada se aprecian las encías aumentadas de tamaño. Figura 6. Al abrir la boca, se observa gran cantidad  de baba y presencia de lesiones hemorrágicas en toda la mucosa oral.

diagnóstiCo difeRenCial • • • •

Estomatitis bacteriana, vírica o fúngica. Laringitis y faringitis bacteriana, vírica o fúngica. Septicemia. Neumonía, traqueítis infecciosa.

pRuebas ComplementaRias de exploRaCión Se recogen muestras para cultivo microbiológico de la boca de ambos animales. A la iguana se le realiza un análisis de sangre completo. La sangre se suele extraer de la vena coccígea o bien de la vena yugular (figs. 10 y 11).

diagnóstiCo final El cultivo microbiológico revela la presencia de un crecimiento único de Pseudomonas spp. El análisis de sangre realizado a la iguana da como resultado leucocitosis (18.000 leucocitos/µl) con presencia de heterófilos tóxicos y leucocitos desgranulados (figs. 12-14), monocitosis, aumento del recuento de basófilos (fig. 15) y anemia marcada (1.500.000 eritrocitos/µl). El hematocrito es del 13%, los sólidos totales están elevados a 7,9 g/dl y el coeficiente albúmina/globulina es inferior a 0,5. La bioquímica sérica indica una lesión renal. El fósforo está elevado (9,8 mg/dl), el ácido úrico se encuentra dentro de los valores normales (2,5 mg/dl) y los marcadores de daño hepático y muscular están marcadamente elevados (GOT 400 UI/l, LDH: 12.300 UI/l y CK: 9.500 UI/l). El diagnóstico en ambos animales es una estomatitis bacteriana complicada con una probable septicemia.

tRatamiento y seguimiento del Caso Ante la sospecha clínica de estomatitis bacteriana en ambos animales se inicia un tratamiento en los dos reptiles. Primero se corrigen las condiciones ambientales, es decir, se aumenta paulatinamente la temperatura hasta que alcance su intervalo de temperatura óptima preferida (ZTOP). Se instaura un tratamiento a base de antibióticos y la alimentación forzada. Inicialmente la iguana se alimenta con cantidades pequeñas de papillas Oxbow Fine Grind® y la pitón con Royal Canin Instant Diet. La sueroterapia se realiza con cristaloides atemperados mediante inyecciones intracelómicas de solución Ringer Lactato (2 ml/100 g).

Combinación de antibióticos que se utilizan en ambos animales: • • • • • • •

El primer día amikacina 5 mg/kg IM (fig. 16). El segundo día ceftazidima 20 mg/kg IM. El tercer día descanso. El cuarto día amikacina 2,5 mg/kg. El quinto día ceftazidima 20 mg/kg. El sexto día descanso. Así sucesivamente en ciclos de tres días hasta la curación.

La boca de ambos animales se limpia diariamente con gasas impregnadas en clorhexidina al 2%. Además, a la iguana se le administran inyecciones intramusculares de complejos vitamínicos B y un quelante del fósforo a nivel intestinal, Maalox® en jarabe a dosis de 1 ml/kg (fig. 17).

121

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Figura 9. El animal presenta dificultad respiratoria debido a la gran inflamación de las estructuras de la cavidad oral y de la presencia de abundante cantidad de material fibrinopurulento que tapiza la zona palatina, la lengua, la laringe y las hileras dentales.

Figura 7. Pitón Real con hinchazón en la zona ventral de la boca y del cuello. Se pueden apreciar las fosetas termorreceptoras en la zona del labio superior.

~ Figura 8. Al abrir la boca, se observa gran cantidad de material purulento en toda la mucosa oral. Las lesiones son tan extensas que no se ve la laringe.

Figura 10. Extracción de sangre de la vena coccígea ventral en la cola de una iguana.

Figura 11. Extracción de sangre de la vena yugular derecha en una iguana anestesiada.

 Figura 12. Citología sanguínea de la iguana. En el heterófilo tóxico se observan numerosos gránulos basófilos y de mayor tamaño comparados con los de un heterófilo normal. Tinción Diff Quik® (1.000x).

 Figura 14. Célula desgranulada. Es indicativa de un proceso inflamatorio/ infeccioso crónico. Tinción Diff Quik® (1.000x).

 Figura 13. Heterófilo tóxico en la sangre de la iguana con estomatitis. Teñido con azul de metileno (1.000x).

 Figura 15. En la citología se muestran dos basófilos con el citoplasma repleto de gránulos muy oscuros. A diferencia de los heterófilos tóxicos, los gránulos son más azules y de menor tamaño. Tinción Diff Quik® (800x).



122

ENFERMEDADES LIGADAS A UN MAL MANEJO Y/O ALIMENTACIÓN

Figura 16. Antibiótico usado en combinación con ceftazidima. Durante su uso se debe monitorizar la función renal, ya que la amikacina es un aminoglucósido potencialmente tóxico para los riñones.

Figura 17. Hidróxido de aluminio a dosis de 1 ml/kg PO, para prevenir la absorción de fósforo a nivel intestinal (se administra en animales con hiperfosfatemia).

Figura 21. Frontline® en spray. El fipronil se puede usar para eliminar ácaros y garrapatas. Debe utilizarse con precaución, evitando el contacto del líquido con las mucosas de los reptiles. }

OBSERVACIONES La causa que ha llevado a los dos animales a esta enfermedad la debemos buscar en las condiciones de mantenimiento. Ambos animales son oriundos de zonas cálidas del globo terrestre, la Pitón Real vive en la zona central africana y la Iguana iguana en los climas tropicales de Centro y Sudamérica. Las bajas temperaturas en estas especies hacen peligrar su sistema inmunitario que depende en gran parte de un estado óptimo de las condiciones ambientales. Esta es la razón por la que en la boca (primera zona de entrada de los microbios al organismo), se ha instaurado una fuerte reacción contra estas bacterias. Las pésimas condiciones de temperatura (los animales estaban a 18 °C, cuando su intervalo de temperatura óptima es de 28 a 32 °C) han facilitado el crecimiento de las pseudomonas. Las pseudomonas son bacterias ubicuas que un animal sano es capaz de hacer frente en condiciones ambientales y de salud correctas. En gran parte, las enfermedades infecciosas que padecen los reptiles se deben atribuir a unas condiciones incorrectas del hábitat o a una mala alimentación. Sin embargo, también es común encontrar estomatitis en grupos numerosos de animales que viven en condiciones de higiene inapropiadas,

en terrarios superpoblados o en grupos de animales hacinados. Los animales intensamente parasitados con ácaros o garrapatas pueden estar predispuestos a padecer infecciones bucales (figs. 18-20). Por este motivo se recomienda mantener los reptiles y las instalaciones en las que viven bien desparasitados. En serpientes y lagartos se usa fipronilo en spray (Frontline®) (fig. 21) o ivermectina en inyección subcutánea o vía oral (Ivomec®, Oramec®) o mediante spray (0,5 ml de Ivomec® al 1% mezclado con 0,5 l de agua).

Figura 18. Pitón Birmana Albina con ácaros del género Ophionyssus natricis. Se observan varios puntos oscuros en la superficie del animal y sobre el papel de cocina.

Figura 20. Garrapata enganchada en la fina piel que separa el espéculo de la piel queratinizada que envuelve el ojo. Estos parásitos pueden transmitir enfermedades y provocar estomatitis con cierta facilidad a los reptiles, por lo que se recomienda eliminarlos del animal y del ambiente donde vive el reptil.

Figura 19. Iguana infestada por ácaros rojos (Hirstiella trombidiformis).

123

124

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Caso ClíniCo 26

Masas en la zona rostral en una Iguana Verde (Iguana iguana)

Reseña de los paCientes Especie

Iguana Verde (Iguana iguana).

Edad

5 años.

Motivo de la consulta

Los animales han dejado de comer. Uno de ellos tiene la zona mandibular muy hinchada y el otro tiene muchas dificultades para deglutir el alimento.

HistoRia ClíniCa Homer e Igu son dos iguanas de edad similar pertenecientes a distintos propietarios. Ambos animales tienen una historia clínica similar. Hace tres años, Homer tuvo problemas metabólicos y se le trató de una enfermedad metabólica ósea (EMO). Aunque se recuperó adecuadamente, le quedan como secuela unas deformidades en los huesos largos de las extremidades. Es la primera vez que Igu visita al veterinario. Ambos animales están correctamente alimentados y tienen un terrario totalmente acondicionado. Hace dos años que Homer no visita la clínica y el propietario comenta que no le ha cambiado el fluorescente de radiación ultravioleta desde hace un año.

síntomas ClíniCos Homer presenta muchas dificultades para deglutir el alimento. Tiene las extremidades ligeramente arqueadas como secuela de la EMO que sufrió años atrás. Se puede apreciar asimetría de la cara, con una marcada hinchazón a nivel de la rama mandibular izquierda (figs. 1 y 2). Igu presenta una marcada dificultad para deglutir el alimento ingerido. Además, muestra cierta dificultad para respirar. También se aprecia la zona del cuello aumentada de tamaño (fig. 3). Las condiciones físicas de ambos animales, estado de carnes y nivel de hidratación son correctas. En la figura 4 se puede observar el aspecto normal de la cavidad oral de una iguana sana.

Igu muestra un marcado aumento de tamaño de la zona ventral izquierda del cuello. El resto de la exploración es normal. Al inspeccionar la cavidad oral se aprecia una tumoración de grandes dimensiones que ocupa tanto el paladar como la zona faríngea. Cuando se presiona con un hisopo la zona aumentada de tamaño, el hisopo se hunde, dando la sensación de que se trata de líquido retenido (fig. 5).

 Figura 1. Vista dorsal de la cabeza de Homer. Se aprecia el aumento de tamaño del lado izquierdo de la cabeza y el cuello.

exploRaCión de los animales Homer presenta la rama mandibular izquierda hinchada, incluso protruye hacia la luz de la cavidad bucal. En la palpación la zona hinchada se percibe muy dura y no muestra signos de dolor. El resto de la exploración del animal es normal (fig. 2).

Figura 3. Igu, Iguana iguana. Se puede apreciar la zona del cuello aumentada de tamaño.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

Figura 2. Cavidad oral de Homer, Iguana iguana de 5 años de edad.

 Figura 5. En Igu, al abrir la cavidad oral, se observa la mucosa faríngea y laríngea distendida por la presencia de una masa que protruye en la cavidad oral y en la zona del cuello. La palpación con un hisopo de la masa indica que el contenido es líquido (se hunde al apretar).

Figura 4. Imagen de la cavidad oral normal de una Iguana iguana.

pRuebas ComplementaRias de exploRaCión

• Absceso en la región faríngea. • Retención de líquido por disfunción cardiaca, edema o anasarca. • Mucocele. • Neoplasia.

A Homer se le extrae sangre para realizar un estudio sanguíneo y un panel bioquímico. El animal presenta hiperfosfatemia (los niveles de fósforo están aumentados a 7,3 mg/dl) y una ligera hipocalcemia (la concentración de calcio es 7,1 mg/dl). Con una aguja fina se aspira la masa mandibular. La citología sugiere un proceso hiperproliferativo o neoplásico, con presencia de células fusiformes grandes y células multinucleadas (figs. 6 y 7). La radiografía de la cabeza indica un crecimiento radiopaco homogéneo en la rama mandibular izquierda (figs. 8 y 9). Igu se anestesia con propofol (Propovet®) a dosis de 10 mg/ kg IV. Desde la boca se realiza una punción de la zona aumentada de tamaño con una jeringuilla de 20 ml y una aguja de 21G. Aproximadamente se extraen 25 ml de líquido amarillento (figs. 10-12). Su análisis revela una densidad de 1,3 mg/dl (medido con refractómetro) y la ausencia de celularidad.

Figura 6. Citología del aspirado de la zona mandibular alterada. Se aprecian numerosas células gigantes multinucleadas, probablemente se corresponden con osteoclastos activos. Tinción Diff Quik® (1000x).

Figura 7. Impronta del fragmento de mandíbula extraído de Homer. Se observan células fusiformes y en el margen superior derecho, estructuras compatibles con depósitos de calcio (teñido intensamente de color rosa).

diagnóstiCo difeRenCial Homer: • Absceso mandibular. • Neoplasia mandibular. • Osteodistrofia fibrosa.

igu:

125

126

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Figura 8. Radiografía VD de la cabeza de Homer. Se aprecia la zona mandibular izquierda aumentada de tamaño y muy radiopaca (círculo verde).

Figura 9. Radiografía LL de la cabeza de Homer. Se observa cómo la masa mandibular desplaza ventralmente la tráquea (flechas verdes).

diagnóstiCo final Una vez examinada la citología de Homer, obtenida mediante aspiración con aguja fina, la iguana es diagnosticada de neoplasia o de proceso proliferativo del hueso mandibular (osteodistrofia fibrosa, ODF). Tras la extracción y análisis del líquido de la iguana Igu, se llega a la conclusión de que se trata de un mucocele. Una vez vaciado, el animal recupera el apetito y el problema no se reproduce.

tRatamiento y seguimiento del Caso Una vez obtenidas y analizadas las muestras extraídas a sendos animales, se da por solucionado el problema de Igu ya que no se reproduce el mucocele. En cambio, ante la sospecha de un problema proliferativo/neoplásico (osteoma, osteosarcoma u osteodistrofia fibrosa), el propietario de Homer opta por la eutanasia. Se recogen muestras de distintas zonas de la rama mandibular afectada para su estudio histopatológico posterior (figs. 13-15). El informe histopatológico confirma que se trata de una osteodistrofia fibrosa (ODF) grave del hueso mandibular.

 Figura 12. Líquido obtenido de la punción de la masa faríngea.

Figura 10. Punción con una aguja de 20G y extracción del contenido líquido. El aspecto que presenta la zona faríngea vuelve a ser prácticamente normal.

Figura 11. Una vez extraído el líquido acumulado en la zona faríngea, se vuelven a observar las estructuras de la cavidad oral, la laringe y la tráquea, justo por detrás de la lengua.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

Figura 13. Abordaje lateral a la rama mandibular izquierda para obtener muestras del tejido aumentado de tamaño.

Figura 14. Abordaje ventral a la mandíbula hinchada.

obseRvaCiones Ambos casos se presentan juntos por la similitud de los síntomas clínicos y las lesiones focalizadas en la misma zona rostral de las iguanas. Aunque eran dos animales con historiales distintos, las condiciones de manejo y dieta eran muy similares. En el caso de Homer fue una lástima no llegar a un diagnóstico preciso con las pruebas realizadas, y no ayudó la falta de colaboración del propietario para evaluar a fondo al animal e intentar solucionar su problema. Una vez realizada la eutanasia, se enviaron las muestras para estudio histopatológico y se confirmó que el animal padecía una ODF del hueso mandibular. Es muy probable que una resección quirúrgica de parte de la rama mandibular izquierda de Homer hubiese alargado la vida del animal. Queda la incertidumbre de su evolución, sin embargo, ha servido para plantear un estudio

histopatológico de las lesiones antes de elegir la eutanasia en posteriores pacientes con lesiones parecidas. La causa de la osteodistrofia del tejido óseo en reptiles suele ir ligada a una mala alimentación o a un mal manejo del animal. En concreto, Homer ya había padecido anteriormente una descalcificación de sus huesos, y actualmente no tenía fuente de radiación ultravioleta B. Aunque la dieta era correcta, el fluorescente que iluminaba el terrario ya no emitía la radiación UVB, necesaria para la activación de la vitamina D de la piel, responsable de la correcta absorción del calcio y de los nutrientes. En estos casos, se recomienda exponer a los reptiles a la luz solar directa o a una fuente potente de luz artificial; las bombillas de vapor de mercurio son las que emiten mayor cantidad de esta radiación (fig. 16).

 Figura 15. Fragmentos extraídos de distintas zonas de la mandíbula de Homer. Figura 16. Bombillas de vapor de mercurio recomendadas para tratar a los reptiles con sospecha de ODF y EMO. 

127

128

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Caso ClíniCo 27

Quemaduras en la piel de una Pitón Real (Python regius)

Reseña del paCiente Especie

Pitón Real o Pitón Bola (Python regius).

Motivo de la consulta

La serpiente tiene la parte ventral eritematosa y con costras, supura un líquido oscuro y maloliente.

HistoRia ClíniCa

exploRaCión del animal

Hace dos años que los propietarios conviven con la serpiente. El animal es alimentado adecuadamente con un ratón cada 15 días. Las dimensiones del terrario donde vive son de 1 x 0,5 x 0,4 metros. Bajo el sustrato de corteza de pino se ha colocado un cable calefactor para calentar el terrario. La temperatura interior oscila entre 25 y 30 °C. El ofidio nunca ha tenido ningún problema remarcable. Cada dos meses muda la piel. En ocasiones permanece uno o dos meses sin aceptar alimento.

En la exploración presenta una gran parte de las escamas ventrales lesionadas, así como zonas en las que se expone el tejido subcutáneo y la total carencia de escamas ventrales queratinizadas (figs. 4 y 5). Las escamas ventrales más cercanas a la cabeza están eritematosas. La mucosa oral se aprecia un poco pálida y el animal presenta una secreción muy densa en la boca. La serpiente muestra signos de deshidratación y una piel con la elasticidad reducida. Al manipularla manifiesta dolor, sobre todo al acariciar las escamas ventrales; en este momento el animal se retuerce e intenta escapar.

síntomas ClíniCos El animal presenta la mayor parte de las escamas ventrales engrosadas, con gran cantidad de sustrato enganchado en ellas (figs. 1-3). Las escamas supuran un líquido oscuro y maloliente. En la parte más craneal del animal las escamas ventrales están enrojecidas y eritematosas. La serpiente ha perdido el apetito y permanece inmóvil más tiempo de lo normal. En la consulta manifiesta posturas antiálgicas.

Figura 1. Pitón Real en el momento de la visita clínica.

diagnóstiCo difeRenCial • Infección de la piel por quemadura térmica. • Infección de la piel por quemadura química. Figura 2. Lesión extensa a nivel de la zona  ventral del animal. Se observan las costras de la piel quemada con numerosos fragmentos de sustrato enganchados en la herida.

Figura 3. Postura antiálgica del animal en el momento de la exploración.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

Figura 5. Detalle de la zona caudal y de la cola que muestra la quemadura de tercer grado.

Figura 4. Exposición de la dermis, una vez retirado el tejido necrótico y muerto.

pRuebas ComplementaRias de exploRaCión Se decide realizar un análisis de sangre, para ello se extrae sangre de la vena coccígea ventral, aunque en serpientes de gran tamaño también es practicable la vena palatina (figs. 6 y 7). Los resultados indican una marcada deshidratación, el hematocrito está en 38% y los sólidos totales en 8,5 mg/dl, y un recuento muy elevado de leucocitos 25.000 glóbulos blancos/µl. Al estudiar el frotis sanguíneo, detectamos una gran cantidad de heterófilos tóxicos y un aumento de células de la serie blanca (figs. 8-10).

Figura 6. Extracción de sangre de la vena coccígea ventral en una Serpiente de Madagascar.

diagnóstiCo final Las lesiones ventrales en ofidios son siempre indicativas de quemaduras por calor, sobre todo si se aprecian vesículas en las escamas de las hileras ventrales (figs. 11-13). Los cables calefactores son la principal causa de quemaduras, ya que el animal cuando tiene frío se pega a estas fuentes de calor hasta que se quema. Se desconoce porqué las serpientes “prefieren quemarse” antes que pasar frío, pero es un hecho muy común ver a reptiles quemados por las fuentes de calor que tienen en los terrarios. A diferencia de las serpientes, los saurios, en concreto los camaleones, suelen quemarse la piel del casco o de la espalda, porque se acercan demasiado a la fuente de calor que en estos casos suele ser una bombilla cerámica o de radiación ultravioleta B o infrarroja (figs. 14-17). En esta ocasión, la serpiente apartó todo el sustrato y se apoyó directamente encima del cable calefactor, lo que provocó una quemadura de tercer grado y de extensión considerable.

Figura 7. Detalle de la vena  palatina en una Pitón Birmana. En serpientes de gran tamaño es la vía de elección para obtener una muestra de sangre periférica.

129

130

Casos ClíniCos de animales exótiCos

Figura 8. Extensión de sangre de la serpiente. Se aprecian numerosos heterófilos y eosinófilos tóxicos. Tinción Diff Quik® (1.000x).

reptiles

Figura 9. Frotis en el que se muestran numerosas células de la serie blanca. Los monocitos tienen el núcleo de mayor tamaño y el citoplasma muy claro. Los granulocitos que se aprecian son probablemente heterófilos alterados, aunque se pueden confundir con eosinófilos. Algunos de estos granulocitos tienen gránulos oscuros, indicativos de toxicidad celular. Tinción Diff Quik® (1.000x).

Figura 10. Detalle de un leucocito tóxico. Tinción Diff Quik® (1.200x). ~

tRatamiento y seguimiento del Caso El tratamiento se basa en el control de la deshidratación mediante inyecciones de la solución Ringer lactato a 2 ml/100 g por vía intracelómica. Se deben controlar las infecciones secundarias causadas por la pérdida de solución de continuidad de la piel y las quemaduras de tercer grado que profundizan hasta la dermis del animal mediante el uso de antibióticos sistémicos y la limpieza y desinfección de las escamas así como la retirada del tejido muerto o degenerado (fig. 18). La antibioterapia usada en este caso fue una combinación de enrofloxacina (Alsir® 2,5%) a dosis de 5 mg/kg IM cada 24 horas y piperacilina (piperazilina/Tazobactam®) a dosis de 50-100 mg/kg IM cada 24 horas. Las heridas se limpian con baños de clorhexidina al 2% durante cinco minutos al día y luego se seca la zona afectada con papel de cocina. Se coloca un buen grosor de pomada a base de sulfadiazina argéntica, utilizamos el envase clínico grande de Silvederma®

~ Figura 11. Pitón Real con quemaduras de segundo grado. Se observan las ampollas en las escamas ventrales.  Figura 12. Detalle de las vesículas. En ocasiones se le da el nombre de enfermedad vesiculosa, aunque la causa de estas lesiones suele ser una quemadura.

(figs. 20a y 20b). El reptil se mantiene en un terrario calentado por una bombilla ultravioleta B o infrarroja o de cerámica. Se colocan en el terrario varias hojas de papel de periódico, ya que la tinta china de este tipo de papel ayuda a mantener la zona de las heridas ventrales en condiciones asépticas. La cicatrización en reptiles quemados es muy lenta, este animal necesitó dos meses para cicatrizar completamente las heridas y le quedó como secuela la pérdida de una hilera de escamas a lo largo del vientre. El animal acudió semanalmente a la consulta para someterse a una revisión. Finalmente, a los dos meses se le dio el alta. Los análisis de sangre realizados dos meses después revelaron una correcta recuperación del hematocrito, la ausencia de células tóxicas en la citología sanguínea y un recuento de leucocitos dentro de los valores de referencia para esta especie.

Figura 13. Quemadura ventral en una Boa Constrictor.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

Figura 14. Quemadura del casco y zona dorsal del tronco en un Camaleón del Yemen por contacto con una bombilla calefactora.

Figura 15. Detalle de la espalda del camaleón quemado por el calor que emite la bombilla calefactora.

Figura 16. Evolución del mismo animal 15 días después del inicio del tratamiento con pomada a base de sulfadiazina argéntica y antibioterapia.

Figura 17. Cola de un camaleón quemada por una bombilla de cerámica que estaba demasiado próxima al animal.

Figura 18. Pitón Real sumergida en una solución de clorhexidina. Estos baños se realizan diariamente y es entonces cuando se retira el material necrótico y muerto que se acumula en la zona ventral del animal.

Figura 19. Physignatus cocincinus con lesiones en toda la piel ventral (abdomen y extremidades). El animal estaba en contacto con su orina y sus heces debido a que los propietarios cambiaban el sustrato del terrario cada 3 o 4 meses. Esto facilitó la aparición de lesiones por irritación con los productos de desecho del animal (quemaduras químicas).

obseRvaCiones Es muy importante controlar dónde y cómo se colocan las fuentes que aportan calor a los reptiles oriundos de zonas tropicales. Los cables calefactores, si están bien instalados, no tienen por qué crear ningún problema a los animales. Es recomendable no colocar nunca cables dentro del terrario y, si se colocan por fuera, no deben colocarse en contacto directo con el cristal del terrario porque éste es un mal conductor y concentra el calor en el punto de contacto. Otra de las causas de lesiones ventrales en serpientes se debe a la mala higiene. Los restos de heces y de orina en el suelo del terrario pueden desencadenar la irritación de la zona ventral y provocar lesiones parecidas a las de una quemadura por calor (fig. 19). Esta condición se conoce con el nombre de “quemaduras químicas”, y se suelen tratar de la misma manera, aunque tienen peor pronóstico.

Figura 20a. Envase clínico de la sulfadiazina argéntica, Silvederma®. Este envase se usa en animales con lesiones extensas por quemaduras, ya que se necesita una gran cantidad para cubrir totalmente las zonas lesionadas.

Figura 20b. También podemos usar la sulfadiazina argéntica en aerosol, pero siempre en lesiones de menor tamaño y en quemaduras de menos gravedad.

131

132

Casos ClíniCos de animales exótiCos

anfibios

Caso ClíniCo 28

Tetanias hipocalcémicas en Rana Flecha o Rana Dardo Sudamericana (Phyllobates terribilis)

Reseña del paCiente Especie

Rana Flecha Sudamericana (Phyllobates terribilis).

Motivo de la consulta

Padece espasmos musculares.

síntomas ClíniCos La rana muestra las extremidades posteriores dobladas y temblores al ser manipulada. Posee un color muy pálido en comparación con las otras ranas sanas de su misma especie (figs. 1, 2, 3 y 11). Figura 1. Dendrobátido en el momento de la consulta. Se aprecian los muslos acortados e hinchados.

HistoRia ClíniCa Rana venenosa de la familia de los dendrobátidos, de 14 gramos de peso (figs. 1 y 2). Vive en un terrario totalmente adaptado para el mantenimiento de anfibios, con sustratos naturales a base de plantas epífitas, musgo y un sistema de riego mediante nebulización (figs. 3 y 4). Alimentan a la rana con microinsectos: moscas de la fruta (Drosophila melanogaster), moscas sin alas, pececitos de plata (Thermobia domestica), escarabajos, etc. (figs. 5-10). No tiene instalado ningún sistema de iluminación con luz ultravioleta. El propietario tiene otras ranas de la misma especie mantenidas en condiciones similares, aunque están en otros terrarios y ninguna muestra síntomas parecidos (fig. 1).

 Figura 2. Vista caudal de la misma rana con deformidades en las extremidades posteriores. El animal en el momento de ser visitado manifestaba tetanias.

Figura 3. Terrario aclimatado con plantas naturales, musgo, escondrijos, etc. para el mantenimiento de anuros de la familia de los dendrobátidos. En la imagen se ven tres ranitas de la especie Phyllobates terribilis.

Figura 4. Ornamentación con plantas naturales de los terrarios adaptados para mantener a los anuros. En la imagen se ven dos anuros del género Dendrobates.

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

seCuenCia gRáfiCa de alimentos paRa una Rana fleCHa

Figura 5. Moscas de la fruta, Drosophila melanogaster.

Figura 6. Microgrillos, Acheta domestica.

Figura 7. Escarabajos de la alubia, Callosobruchus maculatus.

Figura 8. Pececitos de plata, Thermobia domestica.

Figura 9. Mosca común sin alas, Musca domestica.

Figura 10. Colémbolo: clase de artrópodos hexápodos del orden Collembola.

exploRaCión del animal Durante su exploración, manipulamos la rana con guantes de látex remojados con agua para protegernos (ya que son animales que eliminan toxinas por la piel) y para evitar lastimar la epidermis del animal. La rana, al ser manipulada, se queda rígida con las extremidades anteriores totalmente estiradas; las extremidades posteriores están muy abultadas y arqueadas en la zona del fémur (figs. 1 y 2).

Se recoge una muestra de excremento y de la piel para su estudio bajo el microscopio óptico.

diagnóstiCo difeRenCial • • • • •

Tetania hipocalcémica. Enfermedad metabólica ósea (EMO). Osteodistrofia fibrosa (ODF). Raquitismo. Parásitos intestinales o parásitos en la piel.

pRuebas ComplementaRias de exploRaCión

Figura 11. Phyllobates terribilis con colaración normal y postura correcta. El animal tiene en la zona rostral una herida típica de rozamiento.

Se realiza una radiografía y se compara en la misma placa la Rana Flecha con otras dos ranas de otras especies para estudiar los esqueletos (figs. 12-14). La Rana Flecha tiene los huesos muy descalcificados, no se distinguen las corticales de los huesos largos y los dos fémures están doblados. Los análisis de las heces muestran un amplio abanico de parásitos y hongos intestinales: amebas (figs. 15 y 16), protozoos ciliados y flagelados (fig. 17), y levaduras (fig. 18). En la piel detectamos la presencia de protozoos ciliados perítricos sesiles (figs. 19a y 19b).

133

134

Casos ClíniCos de animales exótiCos

anfibios

Figura 12. Radiografía DV de la rana enferma. Se aprecia la falta de mineralización generalizada del esqueleto y los dos fémures doblados.

Figura 13. Radiografía DV de una rana sana de dimensiones similares con estado de calcificación ósea correcta.

 Figura 14. Radiografía en la que se aprecia a tres anuros: el de la derecha es el anuro con descalcificación y tetanias.

17

15

16

 Figuras 15 y 16. Amebas en las heces de la rana con tetanias hipocalcémicas (1.000x). Figura 17. Protozoos ciliados  (flechas negras) y flagelados (flechas blancas) (1.000x).

a

Figuras 18. Levaduras presentes en el intestino delgado del anuro (1.000x).

b

Figura 19a. Protozoos ciliados perítricos sesiles de la piel de la rana (200x). Figura 19b. Protozoos ciliados perítricos sesiles de la piel de la rana. Se aprecia la corona de cilios espirales en la zona oral del parásito (400x).

enfeRmedades ligadas a un mal manejo y/o alimentaCión

diagnóstiCo final Descalcificación del esqueleto y tetanias hipocalcémicas, EMO, parasitosis intestinal y parásitos en la piel.

tRatamiento y seguimiento del Caso La rana se trata con inyecciones de calcio intracelómicas a dosis de 100 mg/kg. Inicialmente se logra estabilizarla, pero a las pocas horas el animal fallece. Se realiza la necropsia de la rana y se confirman las deformidades óseas en los huesos largos de las extremidades posteriores (fig. 20). Se observan numerosos parásitos intestinales, por lo que se recomienda al propietario desparasitar con metronidazol (Flagyl®) 100 mg/ kg vía oral a los otros animales que tiene. Para los parásitos de la piel se recomienda el tratamiento con baños añadiendo cloruro sódico, o metronidazol (ver dosis y pautas en la bibliografía, página 242 y en el libro de James Carpenter) (fig. 21).

En este caso concreto, el diagnóstico de la muerte de la rana permitió al propietario corregir las condiciones de mantenimiento del resto de ejemplares y evitar así nuevos casos de EMO. El hecho de detectar que el animal estaba muy parasitado hizo plantear al dueño de las ranas hacer una tanda de controles en heces y desparasitaciones en el resto de anuros de su colección. Los complementos que mostramos en este caso: alimentos específicos, complejos vitamínicos, fluorescentes y fuentes de luz variada, terrarios, plantas naturales, etc. se pueden adquirir en tiendas especializadas en anfibios (http://terribilis.net/).

obseRvaCiones Aunque los anfibios, por norma, no necesitan exposiciones largas a fuentes de luz ultravioleta B, sí es importante proporcionar fuentes de calcio y vitaminas (fig. 22) y un mínimo de exposición a luz ultravioleta B (fig. 23). Recomendamos tubos fluorescentes de un 2% de radiación ultravioleta B y complementar la dieta con carbonato cálcico en polvo. Conviene destacar que las Ranas Dardo criadas en cautividad han perdido su potencial tóxico, ya que se sabe que las sustancias venenosas que eliminan por la piel son alcaloides que ingieren los insectos que a su vez se comen las ranas en su hábitat natural.

Figura 21. Formulario de Animales Exóticos de James Carpenter, 3ª edición.

Figura 22. Suplemento vitamínico para dendrobátidos. Se comercializa en tiendas especializadas.

Figura 20. Necropsia del anuro. Se aprecia el fémur de la extremidad posterior izquierda totalmente doblado.

Figura 23. Variedad de tubos fluorescentes. Se deberá escoger el más apropiado según las condiciones particulares que necesite el anfibio que se mantiene en cautividad. También se comercializan en tiendas especializadas.

135

136

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Caso ClíniCo 29

Masa subcutánea prehumeral en Dragón Barbudo (Pogona vitticeps)

Reseña del paCiente Especie

Dragón Barbudo (Pogona vitticeps).

Edad

8 años.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

El saurio está apático, come poco y presenta una masa en la zona prehumeral de la extremidad izquierda. También tiene un nódulo de reducido tamaño en la cola.

Figura 3. Detalle de la masa localizada en la cola del saurio. Figura 1. Vista dorsal de la Pogona vitticeps. Se observa una zona abultada delante de la extremidad anterior izquierda, y se pueden apreciar los huesos de la pelvis muy marcados.

Figura 2. Detalle de la masa prehumeral, que presenta una coloración oscura.

HistoRia ClíniCa

diagnóstiCo difeRenCial

El reptil vive solo, es una hembra y nunca ha tenido ningún problema. Ha realizado varias puestas de huevos a lo largo de su vida, sin complicaciones remarcables. La dieta y las condiciones de mantenimiento, luz, humedad, tamaño del terrario y temperatura, son correctas.

• • • •

síntomas ClíniCos El animal presenta una pérdida progresiva del apetito y en consecuencia de peso (fig. 1). El saurio muestra cierta dificultad al tratar de mover la extremidad anterior izquierda.

exploRaCión del animal Se observa y se palpa una masa de aproximadamente 8 × 7 mm en la zona prehumeral del lado izquierdo (fig. 2). La masa es dura a la palpación, y está firmemente fijada al tejido subcutáneo. También se detecta una masa de reducidas dimensiones (2-3 mm) en la zona anterior y dorsal de la cola (fig. 3).

Absceso. Inflamación/infección (granulomatosa). Hematoma. Neoplasia.

pRuebas ComplementaRias de exploRaCión Se realiza una citología de la masa mediante aspiración con aguja fina (fig. 4) para un estudio histopatológico. También se extrae una pequeña cantidad de sangre para realizar un hemograma. El hematocrito es del 34% y los sólidos totales de 6,7 g/dl. El hemograma es normal, pero el estudio del frotis sanguíneo revela la presencia de células muy vacuolizadas (probablemente monocitos vacuolizados) (fig. 5). El resto de las células de la serie blanca son aparentemente normales (heterófilos, linfocitos y trombocitos) (fig. 6).

enfeRmedades de la piel

Figura 4. Citología obtenida mediante aspiración con aguja fina. Se observan numerosas células con gránulos oscuros en su citoplasma. También se aprecia un gran número de gránulos libres por toda la preparación.

Figura 5. Frotis sanguíneo. En la imagen se visualiza una célula con el citoplasma vacuolizado, probablemente se trata de un monocito. En el margen inferior derecho se aprecia un heterófilo (tinción con Diff Quik®, 1.000×).

Figura 6. Frotis sanguíneo. Se observa un monocito en el centro de la imagen, más abajo un linfocito pequeño y un heterófilo, y justo debajo un trombocito. Todas las células tienen un aspecto normal (tinción con Diff Quik®, 1.000×).

diagnóstiCo final Tras obtener una muestra mediante aspirado con aguja fina, y teñirla con Diff Quik®, se sospecha de melanoma, diagnóstico que se confirmó con el estudio histopatológico de las lesiones (masa de la cintura escapular y de la cola). La sección de la masa ya ofrecía un aspecto altamente sospechoso de melanoma por el color negro intenso del tejido (fig. 7).

tRatamiento y seguimiento del Caso Los propietarios optaron por la eutanasia ante la sospecha de neoplasia maligna. La necropsia revela la presencia de una masa subcutánea de color negro que infiltra los tejidos subcutáneos del espacio prehumeral izquierdo. La masa reducida de la cola es de color marrón claro pero tiene un punteado negro visible a simple vista (fig. 8). Se realizan improntas de las masas y se detectan células fusiformes con gran cantidad de gránulos oscuros en su citoplasma, melanocitos (fig. 9).

El animal tiene una vesícula biliar de grandes dimensiones, aunque histológicamente es una vesícula normal (fig. 10).

obseRvaCiones Aunque los procesos cancerosos en reptiles son poco frecuentes, los animales de edades avanzadas que presentan síntomas y lesiones como los descritos anteriormente deben ser considerados como predispuestos a desarrollar procesos neoplásicos. En la bibliografía se describen numerosos casos de reptiles con neoplasias, pero no se consideran enfermedades con elevada incidencia ni relevancia. Probablemente cada vez será más frecuente visitar animales con patologías tumorales, ya que el buen manejo de los reptiles por parte de los propietarios hará que vivan más años y aparezcan enfermedades ligadas a la longevidad, como las neoplasias. Figura 10. Imagen de la necropsia de la pogona. Se observa una vesícula biliar de grandes dimensiones, pero no se detectaron alteraciones microscópicas.

Figura 7. Sección de la masa subcutánea con el animal eutanasiado. Se observa la coloración prácticamente negra del tumor, indicativo de la presencia de melanina.  Figura 8. Sección de la masa de la cola. Si se mira con detalle, se ven zonas punteadas de color negro compatibles con un melanoma.

Figura 9. Impronta de la masa de la cola. Presencia de células fusiformes con gran cantidad de gránulos oscuros en su citoplasma (tinción con Diff Quik®, 1.000×).



137

138

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Caso ClíniCo 30

Infección de piel en un Dragón Barbudo (Pogona vitticeps)

Reseña del paCiente Especie

Dragón Barbudo (Pogona vitticeps).

Edad

Adulta.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

El animal tiene heridas en la piel de la zona dorsal del cuello desde hace meses.

HistoRia ClíniCa

síntomas ClíniCos

Se trata de un Dragón Barbudo que vive en el terrario de una clase de educación de primaria (fig. 1). El animal convive con otra Pogona vitticeps (un macho). La hembra hizo un par de puestas el año anterior, pero no incubó los huevos. En esta especie cuando el macho entra en celo es muy dominante y agresivo con la hembra. Para montarla, muerde en la zona del cuello. El terrario tiene unas dimensiones adecuadas para mantener en cautividad a los dos Dragones Barbudos. La fuente de luz ultravioleta B es correcta, la cambian cada seis meses y la temperatura oscila entre los 22 °C y los 35 °C. Hace varios años que tienen a la hembra y hasta la fecha no habían detectado problemas de salud en el animal.

Los animales están aparentemente sanos, aunque la hembra presenta una lesión en la zona de la nuca, que le provoca el macho durante el cortejo y la monta cuando muerde para inmovilizarla (fig. 2). La herida tiene aspecto costroso. No hay más síntomas destacables.

Figura 1. Pogona vitticeps con una lesión en la piel de la nuca.

exploRaCión de los animales La exploración sistemática de los dos animales no ofrece ningún dato nuevo a los ya descritos en los síntomas clínicos. Al tratarse de animales que mantienen contacto con los niños, se recomienda realizar un cultivo de heces para descartar la presencia de Salmonella spp. Se recogen muestras de heces por separado de los dos animales y se envían para realizar un cultivo microbiológico.

enfeRmedades de la piel

diagnóstiCo difeRenCial

diagnóstiCo final

• Infección dérmica por mordedura. • Animales portadores asintomáticos de Salmonella spp.

Los resultados del cultivo microbiológico aportan un dato muy relevante, hay crecimiento de Salmonella arizonae en las heces de ambas pogonas. Después del tratamiento con quinolonas, la lesión de la piel del cuello empeora, por lo que se le realiza un raspado. Éste permite ver la presencia de conidios de hongos en la herida (fig. 4). El material obtenido del raspado lo teñimos con lugol (fig. 5), con tinción rápida Diff Quik® (fig. 6) y con azul de metileno (fig. 7). Los resultados del cultivo microbiológico del material extraído de la piel y de la histopatología indican que hay crecimiento de hongos de la familia de los Chrysosporium (CANV: Chrysosporium Amorfo de Nannizziopsis viresii).

pRuebas ComplementaRias de exploRaCión Se lleva a cabo una toma de muestra de sangre de la cola de la Pogona vitticeps para realizar un análisis sanguíneo (hemograma y bioquímica sérica fig. 3). Los resultados están dentro de la normalidad, aunque el hematocrito y los sólidos totales están aumentados (Hto.: 38% y ST: 7,8 g/dl). Se realiza un raspado en la lesión de la nuca para su estudio al microscopio óptico, así como el cultivo y estudio histopatológico de la lesión de la piel de la zona dorsal del cuello.

 Figura 2. Detalle de la zona de piel alterada tras practicarle una biopsia para su estudio histopatológico y cultivo microbiológico.

Figura 3. Toma de muestra de sangre en un Dragón Barbudo.

Figura 4. Muestra a 1.000× sin teñir del raspado de la lesión. Se ven numerosas estructuras compatibles con hongos.

139

140

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Figura 5. Muestra extraída de la piel teñida con lugol. Se aprecian múltiples formas coloreadas en amarillo compatibles con estructuras fúngicas (1.000×).

Figura 6. Impronta directa de la lesión teñida con Diff Quik®. Se aprecian numerosas células multinucleadas y en el centro una estructura fúngica (flecha) (1.000×).

tRatamiento y seguimiento del Caso

Figura 7. Tinción con azul de metileno del material extraído de la herida del cuello de la pogona. Se pueden apreciar numerosas estructuras refringentes que no se tiñen compatibles con hongos (400×).

Figura 8. Pomada a base de sulfadiazina argéntica, muy útil en lesiones de piel en los reptiles, sobre todo cuando la causa es una quemadura.

La lesión de la piel se trata inicialmente con pomadas a base de povidona yodada y sulfadiazina argéntica (Silvederma®) (fig. 8). Esta variedad de Salmonella aislada en las heces de ambos Dragones Barbudos es potencialmente zoonótica, por lo que se recomienda tratar a los animales para eliminarla, ya que actúan como reservorios y portadores asintomáticos. Tras discutir el tratamiento con la persona responsable de los animales de la escuela, se opta por tratar 15 días con enrofloxacina al 2,5%, 10 mg/kg PO cada 24 horas. Los animales se trasladan a casa de la profesora encargada de las pogonas en la escuela y allí reciben el tratamiento. Se repite el cultivo a los 30 días de finalizar el tratamiento, obteniendo de nuevo como resultado crecimiento de Salmonella arizonae. La pogona macho, que presenta buen estado de salud, se decide donarla a un particular informado del problema para que la cuide. La herida de la piel del cuello de la hembra empeora tras el tratamiento con antibióticos (fig. 9). Se realiza un raspado de la lesión y se observa al microscopio óptico la presencia de formas fúngicas compatibles con CANV (figs. 4-7). Se administra al animal itraconazol a dosis de 10 mg/kg PO cada 24 horas (Itrafungol®), pero a los 10 días empeora su estado físico y se opta por practicar la eutanasia con Dolethal®.

ENFERMEDADES DE LA PIEL

OBSERVACIONES Los reptiles pueden ser portadores de microbios potencialmente zoonóticos. Hay varios estudios que demuestran que un 40% de las tortugas son portadoras de algún serotipo de Salmonella spp. En condiciones normales, una correcta higiene tras la manipulación de un reptil, minimiza el riesgo de contraer una salmonelosis; sin embargo, cuando el propietario tiene bebés o niños pequeños que puedan manipular estos animales, o bien cuando los animales pertenecen a una escuela o granja escuela, recomendamos siempre controles de heces y cultivos para descartar la presencia de microbios potencialmente patógenos para las personas. Por otra parte, lo curioso de este caso es que el tratamiento que se instauró para eliminar las salmonellas,

Figura 9. Lesión de la piel de la nuca tras 10 días de tratamiento con itraconazol.

probablemente facilitó el crecimiento de formas fúngicas en las heridas crónicas que la pogona tenía en el cuello. En iguanas, pogonas y camaleones vemos con cierta frecuencia la presencia de lesiones compatibles con dermatomicosis o CANV. Siempre recomendamos hacer raspados, observar directamente el tejido obtenido (también utilizar distintas tinciones rápidas) y enviar muestras de piel a un laboratorio para realizar el cultivo fúngico. La Clínica Veterinària Exòtics lleva 11 años trabajando con la división veterinaria del Laboratorio Echevarne, compañía que recomendamos especialmente ya que han hecho un gran esfuerzo para poner a punto numerosas pruebas y análisis para el diagnóstico de enfermedades en animales exóticos.

141

142

CASOS CLÍNICOS DE ANIMALES EXÓTICOS

REPTILES

CASO CLÍNICO 31

Dermatomicosis en una Iguana Verde (Iguana iguana)

RESEÑA DEL PACIENTE Especie

Iguana Verde (Iguana iguana).

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

Le notan unas costras encima de la extremidad posterior derecha, cadera y cola. Ya había sido tratada anteriormente del mismo problema.

HISTORIA CLÍNICA

SÍNTOMAS CLÍNICOS

Nicky es un animal recogido de la calle, la encontraron dentro de un terrario al lado de un contenedor de basura. Era una iguana muy pequeña (96 gramos de peso), que tenía lesiones en múltiples zonas de la piel de la cola. La trajeron porque el animal no movía correctamente la extremidad anterior derecha. Se le hizo un raspado de las lesiones y se detectó un crecimiento de hongos filamentosos y la radiografía reveló una fractura de húmero. Se inmovilizó la extremidad anterior tres semanas con una férula y el paciente se trató con itraconazol (10 mg/kg cada 24 horas durante 30 días). Han pasado siete meses desde la primera visita. La fractura se ha resuelto satisfactoriamente, sin embargo vuelve a tener lesiones costrosas en la zona de la cadera, extremidad posterior derecha y cola. El peso actual es de 330 gramos.

La iguana presenta hiperqueratosis e hiperpigmentación de la piel de la extremidad posterior derecha, cadera y cola (figs. 1 y 2). El saurio se rasca la zona de las lesiones con la extremidad anterior derecha y con los troncos del terrario. También ha perdido un poco el apetito.

EXPLORACIÓN DEL ANIMAL Nicky presenta un buen aspecto físico, aunque tiene costras en varias zonas de la piel. Parece que le molestan, ya que manifiesta prurito. Tiene varios dedos del pie derecho inflamados, engrosados y ha perdido un par de uñas de ese pie (fig. 3). Hay piel retenida en las falanges de la extremidad posterior derecha. Cuando se rasca para extraer las costras, el tejido que aparece debajo está enrojecido y sangra (fig. 2).

Figura 1. Nicky, Iguana Verde (Iguana iguana). Se aprecian lesiones costrosas en la piel de la extremidad posterior derecha y en la base de la cola.

~ Figura 2. Detalle de las lesiones de la piel tras realizar el raspado. Se observan zonas enrojecidas debajo de la costra raspada.

enfeRmedades de la piel

MICROBIOLOGÍA CLÍNICA CULTIVO MICOLÓGICO Cultivo microbiológico Muestra: Piel RESULTADO Crecimiento de Trichophyton sp. CULTIVO Cultivo microbiológico Muestra: Exudado cutáneo RESULTADO Se observa crecimiento de Trichophyton sp.

Figura 3. Pérdida de falanges y retención de piel en el pie derecho debido a la infección que tuvo anteriormente.

Figura 6. Resultado del cultivo microbiológico.

diaGnóstiCo difeRenCial • • • • •

Dermatitis bacteriana, micobacteriosis. Dermatitis fúngica. Dermatitis vírica. Dermatitis por quemaduras. Dermatitis traumáticas.

pRUeBas ComplementaRias de exploRaCión Se lleva a cabo un raspado de las costras y una observación directa de las mismas al microscopio óptico. Se realiza también un cultivo del material obtenido en el raspado. Se plantea a los propietarios la toma de una muestra de piel para su estudio histopatológico, pero se opta por esperar a ver qué crece en el cultivo y la respuesta al tratamiento.

Figura 4. Citología del material raspado de la lesión. Se aprecian numerosas estructuras fúngicas (1.000×).

diaGnóstiCo final El raspado de la zona lesionada, al igual que en la primera visita que se realizó siete meses antes, permite ver la presencia de hongos filamentosos (figs. 4 y 5). En el cultivo fúngico crece el dermatofito Trichophyton spp. (fig. 6). Confirmamos así el diagnóstico de dermatomicosis.

Figura 5. Tinción Diff Quik® de la muestra de raspado de la lesión, en la que se observan numerosas estructuras teñidas compatibles con hongos (1.000×).

143

144

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

 Figura 7. Producto antifúngico (itraconazol) con el que se trata a la iguana.

Figura 8. Terbinafina en pomada. Es muy útil en casos de lesiones superficiales de la piel provocadas por hongos.

tRatamiento Y seGUimiento del Caso Se instaura un tratamiento con itraconazol a dosis de 10 mg/kg PO cada 24 horas durante 90 días (fig. 7) y pomada de terbinafina (Lamisil®) (fig. 8). Al cabo de una semana de tratamiento, la piel de la zona costal prefemoral se hincha y acumula un líquido amarillento. Se extrae parte del líquido y se prepara una extensión de éste sobre un portaobjetos. En la citología se detectan gran cantidad de eritrocitos, heterófilos y la presencia de alguna estructura fúngica (fig. 9). Se drena por completo el líquido acumulado y se cambia el tratamiento tópico, dejamos de administrar la terbinafina y utilizamos en su lugar pomada con sulfadiazina argéntica (Silvederma®). Tratamos durante tres semanas con esta nueva pomada y continuamos con la administración diaria de itraconazol vía oral (hasta completar los 90 días de tratamiento). A los tres meses se realiza una revisión del animal. Las lesiones de la piel han mejorado y se realiza un análisis de sangre completo para evaluar su estado general. En los analisis no se detecta ninguna anomalía remarcable.

directa al microscopio óptico, ya que en muchas ocasiones podemos identificar la presencia de los hongos. Es aconsejable también realizar siempre un cultivo o incluso una biopsia de la zona afectada para su estudio microbiológico e histopatológico. En numerosas ocasiones, infecciones por herpes, micobacterias u otros agentes microbianos pueden producir lesiones similares a las que producen los hongos en la piel de los reptiles, por ello llegar al diagnóstico etiológico permitirá un tratamiento más certero. En esta especie de saurio vemos a menudo lesiones compatibles con hongos. Entre las principales causas tenemos el exceso de humedad ambiental en los terrarios en los que se mantienen los animales y la superpoblación de los mismos. Esta condición es muy común en los centros que importan reptiles ya que mantienen a un número muy elevado de animales en un espacio reducido (fig. 10).

oBseRVaCiones Las dermatomicosis son enfermedades de la piel causadas por hongos que se ven con cierta regularidad en la clínica. En los casos de lesiones de piel sospechosas de infecciones fúngicas, es importante realizar un raspado y observación

Figura 9. Citología del líquido extraído de la lesión de la piel de la iguana. Se observan numerosos heterófilos y eritrocitos (flechas verdes) y una forma fúngica (flecha blanca).

Figura 10. Superpoblación y malas condiciones de mantenimiento. Estas son algunas de las principales causas de la aparición de hongos y lesiones de piel en iguanas.

enfeRmedades de la piel

Caso ClíniCo 32

Parásitos externos en Iguana Verde (Iguana iguana)

Reseña del paCiente Especie

Iguana Verde (Iguana iguana).

Edad

6 meses y 2 años.

Motivo de la consulta

Presencia de pequeños insectos que se pasean por la piel de los animales.

exploRaCión de los animales

Figura 1. Iguana juvenil en el momento de la primera visita.

HistoRia ClíniCa Hace dos meses los propietarios adquirieron una iguana macho jovencita en un establecimiento de venta de animales (fig. 1). El animal vive en un terrario lleno de troncos que han recogido del campo. La luz, la temperatura y la humedad son correctas. La alimentan principalmente con una mezcla de verduras y, de vez en cuando, le ofrecen algún insecto tipo saltamontes o grillo. Cuando la compraron la piel del animal estaba en perfectas condiciones y era de color verde intenso. En el terrario convive con una iguana de tamaño medio (750 g) que tienen desde hace año y medio. Siempre ha estado sana, pero desde que llegó la nueva inquilina, come menos y ha perdido mucho peso (fig. 2). Además, se pueden observar gran cantidad de ácaros rojos y negros moviéndose por la piel de los animales (fig. 3).

La piel de los lagartos ha cambiado de color, es verde pálido y tiene zonas engrosadas y de color negro/grisáceo (hiperqueratosis) (fig. 4). Al observar detenidamente las zonas afectadas, se aprecian puntos de color rojo o negro entre las escamas (fig. 5). Los animales manifiestan un prurito intenso. Con las extremidades intentan rascarse las zonas afectadas de la piel, localizadas en las regiones inguinales, axilares, zona ventral del cuerpo y de la cola, así como en las manos y los pies (figs. 5-9). La mayor de las iguanas está muy delgada y se le marcan los huesos pelvianos (fig. 10). Los ojos se encuentran levemente hundidos (lo que indica una cierta deshidratación) y la piel en general está muy reseca.

diaGnóstiCo difeRenCial • • • •

Infestación por ácaros de la madera. Dermatitis bacteriana. Dermatitis fúngica. Anemia.

síntomas ClíniCos La piel de las iguanas manifiesta múltiples zonas pigmentadas de color oscuro (negro/grisáceo). Los saurios han dejado de comer y se frotan en los troncos del terrario, como si quisieran eliminar los parásitos de la piel.

Figura 2. Iguana de 2 años. El animal está muy delgado y no come desde hace días. 

145

146

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

Figura 3. Detalle de la zona pélvica y extremidad posterior de la iguana de 2 años. Se aprecian los ácaros negros en la piel a simple vista.

Figura 4. Detalle de la hiperqueratosis y de los ácaros rojos presentes en la piel del animal.

seCUenCia GRÁfiCa de las Zonas del CUeRpo de la iGUana peQUeña Con alteRaCión de la epideRmis Y pResenCia de ÁCaRos

Figura 5. Zona inguinal.

Figura 6. Zona dorsal de la extremidad anterior.

Figura 7. Zona dorsal de la extremidad posterior.

Figura 8. Zona ventral del abdomen.

enfeRmedades de la piel

Figura 9. Lesiones en la zona ventral de la cola.

pRUeBas ComplementaRias de exploRaCión Se realiza un raspado de la piel de las zonas afectadas y una prueba Scotch-test para observar con la lupa los ácaros que se encuentran sobre el animal (figs. 11-13). A la mayor de ellas se le extrae una pequeña cantidad de sangre con una jeringuilla heparinizada para conocer el hematocrito y realizar un frotis sanguíneo.

diaGnóstiCo final La observación de los ácaros al microscopio óptico permite diagnosticar la presencia de ácaros de la familia Hirstiella, en este caso Hirstiella trombidiformis. El hematocrito (11%) revela una anemia intensa y el frotis evidencia una marcada actividad de regeneración de la serie roja. Se observan numerosas células inmaduras en la sangre periférica, así como múltiples mitosis de células de la serie roja.

tRatamiento Y seGUimiento del Caso

Figura 10. Para valorar el estado de carnes en los saurios hay que fijarse en los huesos pélvicos. En general, éstos no se observan a simple vista. En la iguana mayor se detecta una marcada caquexia con emaciación de la musculatura pélvica.

Los animales se tratan con ivermectina inyectada (Ivomec®) a una dosis de 200-400 µg/kg SC que se repite a los 15 y 30 días (fig. 14). Los ácaros aislados de la piel del animal son arácnidos que provienen de la madera, en esta ocasión, de los troncos recogidos en el campo y usados como enriquecimiento ambiental del terrario. Es importante eliminar los troncos del terrario y realizar una desinsectización. Para ello, se elabora una mezcla de agua (500 ml) con 6 ml de Oramec® (ivermectina 0,08%) (fig. 15). Se agita enérgicamente en una botella pulverizadora y a continuación, se rocía por todo el terrario, los recodos, las piedras, etc. Además, a estos animales se les administra enrofloxacina 5 mg/kg PO durante 7 días y meloxicam 0,2 mg/kg PO para controlar la inflamación de la piel y el prurito (Meloxidyl®).

147

148

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

oBseRVaCiones

Figuras 11. Ácaro rojo del género Hirstiella observado con el microscopio óptico a 100x.

Ambos saurios evolucionaron satisfactoriamente en un plazo de dos meses. Recuperaron el apetito a los pocos días de iniciar el tratamiento y los ácaros desaparecieron de su piel en 10 días. La intensa limpieza del terrario, la eliminación de los troncos y del sustrato facilitaron que los animales se recuperaran rápidamente y no se volvieran a reinfestar. Es importante remarcar que en esta ocasión, por desconocimiento del propietario se provocó un grave problema a los animales debido a la introducción en el terrario de los troncos recogidos en el bosque. Los ácaros de la familia Hirstiella viven en la madera y se alimentan de la sangre de los animales. En este caso, la infestación era muy grave, pero el correcto manejo de las iguanas y del terrario facilitó su total recuperación. Uno de los puntos importantes sobre el que hay que insistir a los propietarios cuando vienen a consulta, es el de no introducir nunca sustratos u ornamentos recogidos en el campo sin una previa desinfección y desinsectación. La manera de evitar infestaciones indeseables se logra realizando una buena desparasitación al adquirir los animales y manteniendo unas buenas condiciones de higiene en el terrario. Los sustratos y las ornamentaciones se deben comprar en tiendas especializadas en reptiles. Además, en estos establecimientos se puede encontrar una gran variedad de complementos para los terrarios.

Figura 12. Detalle de un ácaro con huevos.

Figura 14. Antiparasitario que usamos como primera elección cuando diagnosticamos la presencia de estos ácaros en la piel de los saurios (presentación inyectable).

Figura 13. La coloración oscura o rojiza del ácaro se debe a la ingestión de sangre del hospedador.

Figura 15. Ivermectina en presentación oral.

enfeRmedades de la piel

Caso ClíniCo 33

Lesiones en los labios de lagartos (Uromastyx spp.)

Reseña de los paCientes Especie

Lagartos del desierto norteafricano de la familia Agamidae (Uromastyx acanthinurus y Uromastyx dispar).

Motivo de la consulta

El propietario detecta en varios animales del grupo un crecimiento costroso a nivel de los labios.

HistoRia ClíniCa

síntomas ClíniCos

Se trata de un grupo de saurios de diferentes especies, que desde hace unas semanas muestran unas lesiones costrosas en la zona de los labios (figs. 1-3). Hace dos meses se introdujeron nuevos animales en el grupo, en concreto un Uromastyx dispar (figs. 4 y 5). Curiosamente, a los pocos días varios animales desarrollaron un sobrecrecimiento de las escamas que cubren los labios. Se alimentan a base de verduras variadas, plantas crasas y legumbres. Antes de la entrada de estos últimos animales, el grupo nunca había manifestado síntomas de enfermedad. Las condiciones de manejo son adecuadas, puesto que al ser animales de desierto, disfrutan de un punto de calor elevado bajo una bombilla SunSpot® que alcanza los 40 °C y una fuente de luz ultravioleta B del 10%.

El único síntoma clínico que se observa es el crecimiento costroso de las escamas que cubren los labios. Los animales presentan una marcada hiperqueratosis y algunos ejemplares tienen una cierta dificultad en la aprehensión de la comida.

exploRaCión de los animales La exploración de los animales es normal, exceptuando las lesiones en los labios ya descritas anteriormente.

diaGnóstiCo difeRenCial • Queilitis bacteriana. • Queilitis fúngica. • Queilitis vírica.

seCUenCia GRÁfiCa de lesiones CostRosas en los laBios de URomastYx aCantHinURUs

~ Figura 2. Vista lateral derecha. Uromastyx acanthinurus con lesiones costrosas en los labios.

Figura 1. Vista frontal. Uromastyx acanthinurus con lesiones costrosas en los labios.

Figura 3. Vista lateral izquierda. Uromastyx acanthinurus con lesiones costrosas en los labios. 

149

150

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

pRUeBas ComplementaRias de exploRaCión Se realiza un raspado para la observación directa del material costroso al microscopio y un cultivo de las costras (figs. 6 y 7). El cultivo da como resultado el crecimiento de una bacteria, Dermabacter spp.

diaGnóstiCo final Los resultados se corresponden con una queilitis bacteriana. La queilitis en Uromastyx spp. es una enfermedad recientemente descubierta. Afecta únicamente a los saurios de este género de agámidos. Suele ser una infección muy contagiosa debido a que se contrae por contacto directo entre los animales que conviven en un mismo terrario.

~ Figura 4. Uromastyx dispar (Uromastix de Mali). Este ejemplar, de reciente adquisición, presentaba el abdomen muy dilatado. Se observa al animal encima de un chasis para la toma de una radiografía. Se puede apreciar la lesión costrosa que el animal presenta en la extremidad anterior izquierda (probablemente causada por la misma bacteria que produce la lesión en los labios). Figura 5. Detalle de la lesión labial del Uromastyx dispar. 

tRatamiento Y seGUimiento del Caso

Figura 6. Aspecto de los labios una vez legradas las costras. Para ello se utilizan unas pinzas finas sin dientes tipo Adson.

La queilitis se trata de forma mecánica, legrando todas las costras para exponer las capas más profundas de la epidermis (figs. 6 y 7). Diariamente se desinfectan con gasas impregnadas de clorhexidina al 2% y se administra por vía oral un antibiótico de amplio espectro. Dermabacter spp. suele ser sensible a la mayoría de los antibióticos que se usan en medicina de reptiles. En este caso se trata con quinolonas del tipo ibafloxacina 10 mg/kg PO cada 24 horas durante 10 días (fig. 8).

oBseRVaCiones

Figura 7. Restos del material costroso extraído de los labios del saurio. Una de estas costras se envió en un frasco estéril para realizar un cultivo microbiológico.

 Figura 8. Ibafloxacina. En esta ocasión es el medicamento de elección para tratar Dermabacter spp.

En ocasiones, existen enfermedades típicas de un grupo concreto de animales. Al autor le pareció interesante mostrar este problema, ya que solo lo padecen los lagartos del género Uromastyx spp. Es importante remarcar la importancia de realizar una cuarentena cuando se adquiere un nuevo animal, ya que este problema se podría haber evitado si los últimos animales adquiridos se hubiesen mantenido unos días separados de los que ya tenía el propietario anteriormente. El problema principal de esta infección labial es que, si progresa, el animal suele tener problemas para poder comer bien. Otro inconveniente es que las lesiones suelen recidivar con el tiempo, aunque responden rápidamente al tratamiento descrito anteriormente.

pRoBlemas RepRodUCtiVos

Caso ClíniCo 34

Retención de huevos en una Tortuga de Florida (Trachemys scripta elegans)

Reseña del paCiente Especie

Tortuga de Florida (Trachemys scripta elegans).

Edad

19 años.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

El animal es referido por otro centro veterinario para evaluarlo. Tiene varios huevos retenidos desde hace dos semanas. Con ella traen las radiografías que le realizaron.

HistoRia ClíniCa

síntomas ClíniCos

La tortuga se muestra muy intranquila desde hace unos días, patalea y se mueve continuamente de un lado a otro de la habitación. Ha dejado de comer. Su dieta habitual es carne roja, pescado blanco, calamar y sepia. El animal tiene 19 años y cada año en la misma época hace una puesta de 3-4 huevos (el año anterior puso solo dos huevos). Vive en un acuaterrario con una fuente de luz ultravioleta, un calentador de agua, etc.

El quelonio manifiesta una actividad desmesurada, pataleando con las extremidades posteriores. No come nada desde hace dos semanas.

1

exploRaCión del animal La tortuga presenta lesiones plantares por exceso de pataleos y rozamientos (intenta hacer nido para la puesta de los huevos). En la palpación a nivel de las fosas inguinales hallamos (colocándola en vertical y dirigiendo los dedos hacia la zona media) la presencia de estructuras duras en el interior de la cavidad celómica que son compatibles con los huevos. La radiografía que facilitan del centro veterinario que nos deriva el animal, permite ver la presencia de cuatro estructuras ovoides radiopacas de diferentes tamaños y con distinto grosor de la capa calcificada de los huevos. La estructura en forma de huevo situada en la parte central está muy calcificada en comparación con los otros huevos (figs. 1 y 2).

diaGnóstiCo difeRenCial 2

• Retención de huevos, distocia obstructiva o no obstructiva. • Salpingitis, celomitis.

 Figura 1. Radiografía DV de la tortuga. Se aprecian cuatro estructuras de tamaños diferentes en forma de huevo. En la zona de la cloaca se sospecha de dos huevos circulares fusionados.

 Figura 2. Detalle del huevo en posición central. Puede apreciarse el grosor de la cáscara, mucho mayor que el de los otros huevos. Se puede comparar con la figura 4 la diferencia de grosores y tamaños de los huevos de una tortuga de la misma especie con una gestación normal.

151

152

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

pRUeBas ComplementaRias de exploRaCión Se le realizan radiografías antes y después del primer tratamiento con inyecciones de calcio y oxitocina. Las radiografías se repiten tras los tratamientos estimulantes para la puesta de los huevos retenidos (fig. 3). Podemos comparar la forma y densidades de los huevos retenidos con los que se ven en una radiografía de una tortuga de la misma especie con gestación normal (fig. 4).

diaGnóstiCo final

Figura 3. Radiografía DV de la tortuga una vez expulsados tres de los cuatro huevos. El de mayor tamaño y más calcificado permanece en la misma posición central.

Se lleva a cabo un tratamiento médico a base de calcio glucobionato 100 mg/kg IM, e inyección de oxitocina 2 a 5 UI/kg IM. Una hora después de las inyecciones de calcio y oxitocina, la tortuga puso tres de los cuatro huevos que se veían en la radiografía. Se repitió la placa y se observó la presencia del huevo hipercalcificado en posición mediocaudal (fig. 3). Repetimos las inyecciones de calcio y oxitocina, sin lograr que el animal expulse el huevo. Se sospecha la presencia de un huevo ectópico (en cavidad celómica o en vejiga urinaria) o de salpingitis (el huevo adherido dentro de uno de los dos oviductos). Se confirmó el diagnóstico de huevo ectópico hipercalcificado mediante endoscopia no invasiva, introduciendo el endoscopio Hopkins de 30°, 4 mm de diámetro y 18 cm de longitud por la cloaca y accediendo a la vejiga de la orina, donde se visualizó el huevo retenido (fig. 5).

Figura 4. Radiografía de una gestación normal en una Tortuga de Florida (Trachemys scripta elegans). Se observan cuatro huevos de calcificación, posición y tamaño normal.

Figura 5. Visualización mediante el endoscopio rígido de una estructura blanquecina dentro de la vejiga urinaria. En el lado derecho de la imagen se observa la mucosa de la vejiga urinaria de color rosado. En la parte izquierda de la imagen se aprecia un resto de urato.

pRoBlemas RepRodUCtiVos

tRatamiento Y seGUimiento del Caso El tratamiento médico que se usó fue el mencionado anteriormente, gluconato cálcico a dosis de 100 mg/kg IM o SC y después una dosis de 2 UI/kg IM de oxitocina. El animal puso tres de los cuatro huevos, pero no eliminó correctamente el huevo restante con las dosis posteriores de calcio y oxitocina (elevamos la dosis de oxitocina a 5 UI/kg IM). Tras la falta de puesta, se optó por examinar la cloaca bajo anestesia con propofol 10 mg/kg IV mediante infusión lenta, para descartar un huevo retenido en esta estructura,

oviducto o vejiga de la orina. Con el endoscopio, detectamos la presencia de un huevo calcificado en el interior de la vejiga de la orina. Ayudados de unas pinzas y visualizándolo mediante el endoscopio, extraemos el huevo retenido sin la necesidad de practicar una celiotomía (figs. 6-14). Tras la recuperación, se medicó al animal en casa con enrofloxacina vía oral (Baytril® comprimidos de 15 mg) a dosis de 5 mg/kg cada 24 horas durante 15 días.

seCUenCia GRÁfiCa de la extRaCCión de Un HUeVo Retenido en Una toRtUGa

Figura 6. Se accede desde el orificio anal en dirección craneal con el endoscopio rígido y se visualizan las estructuras internas de la cloaca. En primer término se ven restos de uratos de color blanco-amarillento. Dorsalmente se localiza el coprodeo y enfrente la zona del urodeo.

Figura 7. Se observa la vejiga de la orina con el huevo localizado en su interior.

Figura 8. Se introducen las pinzas para sujetar el huevo.

Figura 9. Se sujeta el huevo “ectópico” y se retira lentamente asegurándonos de que no esté adherido a la mucosa de la vejiga.

153

154

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

Figura 10. Se extrae la estructura retenida. Se ve por transparencia a través de la pared de la vejiga (pared muy vascularizada) los numerosos folículos que tiene el ovario derecho activo de este quelonio. En la parte inferior derecha también se puede observar el oviducto de un color más rosado.

Figura 11. Se saca el huevo de la vejiga. Momento en el que se extrae a través del ano.

Figura 12. Mucosa edematosa e inflamada tras el procedimiento endoscópico.

Figura 13. Tortuga recuperándose tras la extracción del huevo retenido.

oBseRVaCiones Los quelonios acuáticos poseen una vejiga de la orina de grandes dimensiones, la cual puede aspirar contenido desde el urodeo. En este caso, es muy probable que un huevo de la puesta del año anterior quedara retenido en la cloaca (en el urodeo) y la vejiga lo aspiró. El huevo tenía varias capas concéntricas de depósito de sales minerales y uratos encima del cascarón original, lo que hace pensar que esta estructura permaneció varios meses en esa posición (e incluso años). Es interesante remarcar en este caso clínico la importancia de pensar en la forma y función de las estructuras internas de los quelonios. Los huevos en posición vesical no son muy frecuentes, sin embargo a lo largo de estos años hemos podido ver en cuatro ocasiones este problema.

Figura 14. Detalle del huevo. Se pueden observar las irregularidades de la superficie del cascarón.

pRoBlemas RepRodUCtiVos

Caso ClíniCo 35

Celomitis por retención de huevos en Tortuga de Tierra Argentina (Chelonoidis chilensis)

Reseña del paCiente Especie

Tortuga de Tierra Argentina (Chelonoidis chilensis).

Edad

18 años.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

La tortuga intenta ovopositar desde hace varias semanas sin éxito.

HistoRia ClíniCa Tuga es una tortuga de tierra hembra de 18 años originaria de Argentina (fig. 1). El animal vive en una casa con jardín (clima mediterráneo). En invierno hiberna durante 3-4 meses. Tiene una dieta muy variada. Además de las hierbas y las flores que come en el jardín, en ocasiones, la ven comer caracoles y gusanos de tierra, incluso alguna piedra (figs. 2-4). Cada primavera se le realiza una revisión en la clínica para estimular la ovoposición mediante un tratamiento médico a base de calcio y oxitocina. El reptil suele poner entre 3-6 huevos que expulsa correctamente en su propia casa tras la administración del tratamiento médico. El animal se muestra muy intranquilo pero se mueve menos que en los periodos de puesta de años anteriores.

síntomas ClíniCos

Figura 2. Radiografía DV de Tuga. Se aprecian seis huevos y numerosas piedras muy radiopacas en el intestino del animal. Se puede distinguir la falta de mineralización en uno de los huevos de mayor tamaño en la zona indicada.

La tortuga manifiesta las conductas típicas de la puesta (pérdida del apetito, debilidad, etc).

Figura 1. Tuga, Tortuga de Tierra Argentina (Chelonoidis chilensis).

Figura 3. Radiografía DV de Tuga. Tras el primer tratamiento con inyecciones de calcio y oxitocina, el animal ha expulsado tres de los seis huevos. En el canal pélvico se aprecia un huevo a punto de ser expulsado. También se observa una estructura radiopaca en el oviducto que podría tratarse de una cáscara de huevo (asterisco verde).

155

156

CASOS CLÍNICOS DE ANIMALES EXÓTICOS

REPTILES

TRATAMIENTO Y SEGUIMIENTO DEL CASO El animal se trata inicialmente con calcio (100 mg de glucobionato cálcico/kg) y de oxitocina (2 UI/kg) y ovoposita tres de los seis huevos. Después del segundo tratamiento, expulsa el huevo situado en la cloaca. Se continúa con repetidas inyecciones de calcio y oxitocina, pero no se consigue que elimine los dos huevos que aún tiene retenidos (fig. 4). Al no responder al tratamiento, se plantea la posibilidad de realizar una celiotomía para extraer los huevos. A continuación, se explica paso a paso cómo se realiza una celiotomía para extraer los huevos retenidos en una tortuga de tierra.

Figura 4. Radiografía DV de Tuga tomada dos semanas después del inicio del tratamiento médico para forzar la puesta. Se aprecian los dos huevos que no han sido eliminados. El asterisco indica la estructura radiopaca que ya se apreciaba en la radiografía anterior.

EXPLORACIÓN DEL ANIMAL La tortuga está baja de tono muscular, tiene los ojos un poco hundidos (deshidratación leve) y presenta en la zona cloacal una descarga de fluido transparente de aspecto gelatinoso. Al introducir el dedo índice y dirigirlo hacia la zona media desde sendas fosas inguinales se le pueden palpar los huevos, para ello la tortuga se coloca en posición vertical.

DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL • Distocia obstructiva. • Distocia no obstructiva.

Material quirúrgico necesario para la cirugía Se necesita una sierra circular u oscilante (el autor utiliza una Dremel® con disco de diamante, pudiendo elegir entre dos diámetros diferentes) (figs. 5 y 6). También se requiere material de cirugía general: un elevador de periostio, pinzas, tijeras, pinzas hemostáticas, portagujas, etc. A veces, se usan pinzas-fórceps para manipular los oviductos con huevos en su interior (fig. 7). Las suturas utilizadas son de polipropileno (Premilene®) de diferentes grosores (2, 3 y 4/0) y sintéticas reabsorbibles (PDS®, Monosyn®, Novosyn®, Vicryl®, etc.) (fig. 8). Para cerrar la cavidad celómica se usa barra reparadora (Super Barra Ceys) (fig. 9), pasta Pattex® (fig. 10) o resina Epoxi (Araldit® rápido) (fig. 11) y malla de fibra de vidrio. En ocasiones, también se emplean resinas de dentista (Vertex®) (fig. 12a). En la mayoría de las cirugías es muy útil tener un electrobisturí con pinzas bipolares (figs. 13 y 14).

PRUEBAS COMPLEMENTARIAS DE EXPLORACIÓN Se realiza una radiografía para ver la cantidad de huevos que se palpan y examinar su tamaño y su forma (figs. 2 y 3). Se realiza un análisis de sangre completo para conocer la calcemia y para valorar el estado y funcionamiento de los órganos internos. Los valores de calcio están ligeramente aumentados (14,5 mg/dl), el resto de parámetros en la bioquímica sérica son normales y el hemograma no aporta ningún dato relevante. El hematocrito (21%) está ligeramente disminuido.

DIAGNÓSTICO FINAL La radiografía indica que el animal tiene seis huevos retenidos. Tras el tratamiento médico inicial le quedan tres huevos por expulsar. Al no responder a varios tratamientos con calcio y oxitocina y al ver un huevo con una parte sin cáscara (fig. 2), se sospecha de una distocia obstructiva.

Figura 5. Se procede a cortar el ~ plastrón con el disco de diamante de la Dremel®. El corte se debe realizar con el disco inclinado unos 30° respecto a la vertical, para que posteriormente se pueda recolocar el peto sin que caiga dentro de la cavidad celómica.

Figura 6. Este taladro se emplea ~ para serrar el plastrón. Hay distintos modelos de la misma marca, aunque el que el autor muestra en la figura es el que mejores resultados de manejo le ha dado en cuanto a una mayor movilidad del brazo y un fácil control de las revoluciones con el pie.

pRoBlemas RepRodUCtiVos

Figura 7. Elevador de periostio para levantar el peto una vez serrado y pinzas para manipular el oviducto donde se localizan los huevos retenidos.

Figura 9. Barra reparadora para cerrar y sellar la cavidad celómica.

Figura 8. Suturas que se utilizan en las cirugías de las mascotas exóticas.

Figura 10. Pasta reparadora de otra marca. Ambas (figs. 9 y 10) se usan y funcionan correctamente.

Figura 11. Resina Epoxi de secado rápido. Se combina perfectamente con la malla de fibra de vidrio para crear superficies, reparar o para sellar lesiones de caparazón.

 Figura 12a. Cemento dental a base de polimetilmetacrilato (PMM). Se usa para sellar las lesiones del caparazón, aunque su adherencia es menor a la de las barras reparadoras. Este polímero es muy útil para mezclarlo con antibióticos y crear “perlas de PMM” que se introducen en las cavidades infectadas.

Figura 12b. Antibiótico utilizado para  controlar la infección de la cavidad celómica (recordar que el resultado de la histopatología indicaba una celomitis, hepatitis y lipidosis hepática).

Figura 13. Electrobisturí. Se suele utilizar la posición Cut and Coag para cauterizar y coagular.

Figura 14. Pinzas bipolares (azul), mango del electrobisturí monopolar (negro) y varias puntas con distintas formas.

157

158

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

Celiotomía en quelonios La técnica quirúrgica consiste en el acceso a la cavidad abdominal o celómica a través del plastrón. Para ello, se marca con un lápiz o un rotulador la ventana que se necesita practicar al animal. Se deben medir previamente las estructuras que hay que extraer para que la ventana no sea de tamaño insuficiente; se desinfecta el peto y se sierra con un disco de diamante de diámetro adecuado al tamaño del animal siguiendo las marcas realizadas en el peto (fig. 15). A continuación, se inclina el cabezal de la sierra como muestra la figura 5 para producir una sección con un cierto ángulo (30º), y así evitar que al “cerrar” el plastrón caiga al interior de la cavidad celómica. Se secciona cuidadosamente irrigando suero salino durante el proceso, que evitará un aumento excesivo de la temperatura del disco. La zona más peligrosa que se debe seccionar son los bordes transversales, ya que hay un par de venas que discurren justo por encima del peritoneo en sentido longitudinal, si no se presta atención se podrían seccionar (fig. 16). Una vez realizadas las cuatro incisiones (recordando siempre que la más cercana a la zona caudal no se secciona completamente para usarla como bisagra), se abre la ventana. Una vez en el interior, se diseccionan parte de los músculos adheridos a la cara interna del plastrón, intentando mantener un colgajo en la parte del peto que no se llega a cortar (bisagra). Cuando ya se visualice la membrana celómica (fig. 17), seccionar por su línea media y exponer los órganos. Con la ayuda de torundas de algodón estériles, se localiza el oviducto con los dos huevos retenidos, y se extraen con los dedos para su resección (fig. 18). Se utiliza un electrobisturí con pinzas bipolares (figs. 13, 14 y 19) para cauterizar la

vascularización del oviducto. Se extraen los huevos retenidos y el material acumulado en el oviducto (fig. 20). Se sutura el muñón con puntos invertidos realizados con polipropileno de 4/0 (fig. 21). A continuación, se extirpan los dos ovarios, para evitar una nueva puesta de huevos en los años venideros (fig. 22). El oviducto que no contiene huevos no se extirpa. Para evitar hemorragias durante la extracción del ovario, se cauterizan los vasos ováricos con el electrobisturí y se sutura el pedículo de los ovarios. Una vez eliminados los huevos y los ovarios, se observa que el hígado de la tortuga es de gran tamaño y de un color muy amarillento y pálido (fig. 23); entonces se toma una muestra del margen caudal del lóbulo izquierdo y se guarda en formol al 10%, por si se decide hacer un estudio histopatológico. La presencia de material fibrinoso y amarillento libre por la cavidad abdominal sugiere que se trata de yema de huevo derramada por algún folículo ovárico roto. Ante la sospecha de una celomitis, se realizan varios lavados con suero fisiológico y amikacina (250 mg/ en 500 ml). Seguidamente, se procede a cerrar la cavidad abdominal suturando el peritoneo con propileno 3/0, efectuando un patrón de sutura continuo (fig. 24). Para sellar la tapa del peto, sobre las líneas seccionadas se debe aplicar la pomada con antibiótico y luego para la reparación de tuberías (barra reparadora de Ceys® o pasta Pattex®) (figs. 9, 10 y 25-27). Una vez aplicada la pomada en los bordes de la ventana se recoloca el plastrón para que quede sellado con las resinas reparadoras. Finalmente, se observan los dos ovarios, el oviducto y los huevos eliminados que provocaban la distocia (fig. 28).

seCUenCia GRÁfiCa de la extRaCCión de HUeVos Retenidos en Una toRtUGa  Figura 15. Con un lápiz o un rotulador se marca la zona del peto que se va a seccionar.

Figura 16. Bajo el peto se encuentra la membrana celómica, la cual tiene dos venas longitudinales que se deben evitar seccionar mientras se sierra el peto. Se pueden cauterizar en caso de accidente para evitar una hemorragia profusa.

pRoBlemas RepRodUCtiVos

Figura 17. Una vez levantada la tapa, se desbridan los músculos y las fascias que están unidas al periostio de los huesos del plastrón para exponer la membra celómica.

Figura 18. Se secciona el peritoneo y se accede a la cavidad abdominal o celómica, para localizar con los dedos o con la ayuda de unas pinzas los huevos retenidos.

Figura 19. Con un electrobisturí bipolar se cauterizan los vasos que discurren por el mesosalpinx y vascularizan el oviducto.

Figura 20. Se secciona el oviducto a nivel de los huevos retenidos, para exponer el contenido de su interior y poder retirar los restos de cáscara de huevo, así como los dos huevos retenidos.

Figura 21. Se sutura el oviducto con polipropileno 4/0 (Premilene®) siguiendo un patrón de sutura continuo invertido.

Figura 22. Con unas pinzas hemostáticas se clampa la base del mesovario, se coloca un punto de sutura por debajo de las pinzas y se corta/cauteriza por encima de la pinza hemostática con el electrobisturí bipolar para poder extraer los ovarios. En esta imagen se observa el ovario lleno de folículos preovulatorios.

 Figura 23. Antes de cerrar la cavidad abdominal, se toma una biopsia del hígado para su estudio histopatológico. El tamaño, el aspecto y el color de este órgano es anormal (se sospecha de lipidosis hepática severa).

Anestesia Para la cirugía, la tortuga se premedica con morfina 1,5 mg/ kg IM y se induce con una inyección lenta de alfaxalona 10 mg/kg IV. Se intuba con un traqueotubo Rush del 2 y se mantiene con isoflurano al 2-3% con un volumen de oxígeno de 1,5 l/min en un sistema semiabierto con T de Ayre.

159

160

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

Figura 24. Se sutura la membrana celómica (o peritoneo) con la misma sutura de polipropileno.

Figura 25. Se recoloca la sección de peto serrada (la tapa).

Figura 26. Se sella el peto con masilla a base de resina Epoxi (barra reparado-

Figura 27. Se completa el sellado con la masilla que tardará unos cinco minutos en polimerizar y endurecerse.

ra de Ceys® o pasta reparadora Pattex®).

oBseRVaCiones El animal llevaba varias semanas con un comportamiento extraño y la propietaria lo achacaba a la gestación. El problema de este caso no fue la cirugía, de la cual se recuperó y no hubo ninguna complicación posterior, sino la presencia de yema libre en la cavidad abdominal y el hígado amarillento y aumentado de tamaño. Estos hallazgos son indicativos de una posible peritonitis y hepatitis. Se analizó la muestra de hígado. El diagnóstico histopatológico confirmó que se trataba de una celomitis visceral fibrinosupurativa difusa y granulomatosa multifocal grave con vitelo intralesional, acompañada por una lipidosis hepatocelular difusa grave. Una semana después de la celiotomía al animal se le colocó una sonda esofágica y se trató durante dos meses con protectores hepáticos del tipo silimarina 100 mg/kg PO (papilla), y como antibiótico se le administró ceftazidima a dosis de 20 mg/kg cada 48 horas (fig. 12b). Se le alimentó a través de la sonda con papillas caseras de verduras, y a

los dos meses se le dio el alta definitiva (al mes y medio la tortuga se quitó la sonda esofágica). Cabe resaltar que los análisis de sangre que se le han ido realizando a este animal (antes y después de la cirugía) no han proporcionado ninguna información. En ningún momento se observaron grandes elevaciones de las transaminasas ni alteraciones en el hemograma que indicasen una infección y/o inflamación grave. A día de hoy, la tortuga se encuentra en perfecto estado. Al año de la intervención se le retiró la pasta que se usó para sellar la cavidad celómica y se le recomendó a la propietaria que no le permitiera hibernar.

Figura 28. Huevos retenidos,  restos de cáscara, oviducto y ovarios extraídos de la tortuga.

pRoBlemas RepRodUCtiVos

Caso ClíniCo 36

Distocia en una Tortuga de Florida (Trachemys scripta elegans)

Reseña del paCiente Especie

Tortuga de Florida (Trachemys scripta elegans).

Edad

18 años.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

Hace dos días que la tortuga está muy intranquila, patalea y ha dejado de comer.

exploRaCión del animal El quelonio no manifiesta externamente ningún síntoma de enfermedad aparente. Al colocar a la tortuga en posición vertical, se palpan en la zona inguinal estructuras duras en su interior compatibles con huevos retenidos.

diaGnóstiCo difeRenCial • Distocia no obstructiva. • Distocia obstructiva.

pRUeBas ComplementaRias de exploRaCión

Figura 1. Cuqui, Trachemys scripta elegans.

HistoRia ClíniCa Cuqui es una tortuga de agua dulce que cada año manifiesta síntomas parecidos en la misma época (finales de junio) (fig. 1). En años anteriores el animal ha sido tratado con oxitocina para forzar la puesta de los huevos que retiene en los oviductos. Los huevos retenidos se pueden apreciar en las radiografías realizadas en años anteriores (figs. 2 y 3).

síntomas ClíniCos El animal se muestra intranquilo, está muy nervioso, busca los rincones de la casa e intenta escarbar con las extremidades posteriores. Cuqui ha ganado peso estas últimas semanas a pesar de que come menos de lo normal.

Se realiza una radiografía y una ecografía del animal (figs. 4-6). En las pruebas complementarias realizadas se aprecia la presencia de huevos bien calcificados en el interior del animal. Se muestra una ecografía del animal de años anteriores (fig. 7). Las pruebas complementarias a realizar en caso de sospecha de distocia son: radiografía, ecografía, endoscopia y análisis de sangre. La endoscopia (fig. 11), al ser una técnica invasiva que además requiere anestesia, no solemos recomendarla (al menos como prueba rutinaria), aunque nos muestra los tejidos y órganos exactamente cómo son (fig. 12). Una radiografía nos permite ver huevos calcificados, sin embargo no visualizamos los ovarios ni los tejidos blandos del interior del animal. Los análisis de sangre nos permiten saber el estado metabólico del animal y nos indicarán si hay infección, su estado de deshidratación, posible anemia, etc. Cuando los valores de calcio están muy elevados (15 a 25 mg/dl), está más indicado realizar una ecografía, ya que se ha demostrado recientemente que el aumento de la calcemia se da en etapas de intensa foliculogénesis.

161

162

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

Figura 2. Radiografía DV de Cuqui, año 2007. El animal tiene en su interior 11 huevos de tamaño y aspecto normal.

Figura 3. Radiografía DV de Cuqui, año 2008. En esta ocasión tenía 15 huevos retenidos de aspecto normal.

Figura 4. Radiografía DV de Cuqui, año 2009. La tortuga tenía 8 huevos retenidos, pero al estudiar detalladamente la imagen se puede observar 2 huevos redondos de tamaño reducido.

Figura 5. Imagen ecográfica del quelonio con transductor microconvex colocado en la fosa inguinal derecha de la tortuga. Se aprecian los folículos ováricos hiperecogénicos y dos huevos con cáscara. La parte de la yema del huevo tiene una ecogenicidad parecida a la de los folículos, aunque es de mayor tamaño.

Figura 6. Detalle de los folículos hiperecogénicos localizados en el ovario. Se suele ver en el interior de los folículos una zona redondeada hipoecogénica.

Figura 7. Ecografía de Cuqui, año 2006. Se observa un huevo calcificado, sin embargo los folículos prácticamente no se aprecian.

pRoBlemas RepRodUCtiVos

Figura 9. Huevos rotos extraídos de la tortuga de la figura 8.

Figura 8. Radiografía DV de una tortuga de tierra hipocalcémica que presenta 2 huevos hipercalcificados y dos huevos descalcificados y deformados.

Figura 10. Ecografía de la tortuga de tierra en la que se ve un folículo activo en el ovario.

Figura 11. Imagen endoscópica de los ovarios de una tortuga de agua dulce (Trachemys spp.).

Figura 12. Folículo activo en un ovario extirpado de la tortuga de tierra.

163

164

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

diaGnóstiCo final

oBseRVaCiones

En la radiografía se observan varios huevos bien calcificados en el interior de la cavidad celómica de la tortuga. La ecografía permite ver la intensa actividad foliculogénica de los ovarios (figs. 5, 6 y 10). En tortugas con historias clínicas similares, se suelen realizar siempre radiografías, debido a que esta prueba permite saber exactamente los huevos retenidos, su aspecto, su tamaño y se puede ver si hay alguno deformado o con la cáscara rota (figs. 8 y 9). También podemos evaluar el grosor de la capa mineral que recubre el huevo y así descartar huevos que estén retenidos desde hace mucho tiempo, que en este caso tienen más grosor de lo normal (fig. 13).

La distocia en tortugas de agua dulce es un problema muy común. Este problema se debe a la falta de condiciones adecuadas para la puesta de los huevos. Son recomendables los terrarios grandes con un buen grosor de tierra para que puedan escarbar y enterrar los huevos. Muchas de las tortugas que un año retienen los huevos, suelen repetir el problema al año siguiente y además suelen hacer puestas con el mismo número de huevos. Si responden al tratamiento hormonal, se recuperan sin problemas ya que no es una terapia muy agresiva. En los casos más resistentes al tratamiento a base de inyecciones de calcio y oxitocina, también se puede administrar atenolol por vía oral 12 horas antes de las inyecciones y aumentar la dosis de oxitocina (se pueden usar dosis de hasta 20 UI/kg). Si el tratamiento médico no logra la oviposición, recomendamos la esterilización del animal. La cirugía para extirpar los oviductos y ovarios se describe en el caso 35.

tRatamiento Y seGUimiento del Caso El animal se trata con calcio glucobionato a dosis de 100 mg/ kg IM seguido una hora después de una inyección de oxitocina 2-20 UI/kg. En este animal la oxitocina a dosis bajas tiene el efecto deseado a las 24 horas. Durante la noche el animal ovopositó los 10 huevos retenidos.

Figura 13. Radiografía DV de una tortuga de tierra con un huevo retenido de grandes dimensiones. Este huevo presentaba un grosor excesivo de la cáscara y no respondió al tratamiento médico a base de calcio y oxitocina. Esta tortuga fue operada y se le extrajo el huevo mediante una osteotomía del plastrón.

pRoBlemas RepRodUCtiVos

Caso ClíniCo 37

Retención de huevos en un Camaleón del Yemen (Chamaeleo calyptratus)

Reseña del paCiente Especie

Camaleón del Yemen (Chamaeleo calyptratus).

Edad

1 año.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

El animal tiene el abdomen muy dilatado. Se observan estructuras compatibles con huevos que hacen relieve en toda la pared costal.

HistoRia ClíniCa El camaleón reside con los propietarios desde hace seis meses (figs. 1 y 2). Vive en un terrario de rejilla, con una fuente de luz ultravioleta Reptisun® (fig. 3) y un foco de calor con bombilla de cerámica (fig. 4). Dentro del terrario se crea una zona cálida a 32 °C y otra más fresca a 24 °C. En el interior del terrario hay una fuente de agua, que mantiene una humedad relativa en torno al 80-90%. La ornamentación está formada por varias plantas naturales y en el suelo hay un par de centímetros de tierra de fibra de coco.

Figura 1. Chamaeleo calyptratus, vista dorsal. Se aprecian externamente los huevos retenidos en el abdomen.

Figura 2. Camaleón anestesiado con mascarilla. Se coloca en decúbito lateral izquierdo para acceder a la cavidad celómica.

Se alimenta con insectos variados (grillo rubio y negro, cucaracha, mosca, algún gusano de la harina, etc.) y come con cierta frecuencia crías de ratón sin pelo (pinkies). Desde hace unos días el animal no acepta la comida, deambula por la parte baja del terrario e intenta hacer agujeros en el suelo.

síntomas ClíniCos El camaleón tiene el abdomen muy distendido y menos apetito del habitual. Presenta los ojos un poco hundidos y heridas en las extremidades posteriores por el hecho de rascar continuamente el suelo. Se le visualizan los huevos retenidos en las paredes costales (figs. 1 y 2).

Figura 3. Fuente de luz utilizada para irradiar a los reptiles diurnos como este camaleón. Se debe cambiar cada 5-6 meses (si el animal no se expone nunca a la luz del sol directa). A partir de las 2.000 horas de funcionamiento la radiación ultravioleta que emite es muy inferior a la que emite el fluorescente cuando es nuevo.

 Figura 4. Fuente de calor. Se pueden usar también bombillas infrarrojas o esterillas para mantener la temperatura en el terrario o en la jaula de hospitalización.

165

166

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

Figura 5. Radiografía LL del camaleón hembra con retención de huevos.

Figura 6. Radiografía DV del camaleón hembra con retención de huevos.

exploRaCión del animal

diaGnóstiCo final

El saurio presenta una ligera deshidratación (ojos hundidos), dilatación abdominal y debilidad generalizada. Tiene la mucosa oral un poco pálida y temblores leves en las extremidades.

Evaluando las pruebas complementarias realizadas, el diagnóstico es distocia obstructiva e hipocalcemia (EMO).

diaGnóstiCo difeRenCial • Distocia obstructiva/no obstructiva. • Hipocalcemia, enfermedad metabólica ósea (EMO).

pRUeBas ComplementaRias de exploRaCión Se realizan varias radiografías en proyecciones laterolateral (LL) y dorsoventral (DV). Las imágenes de las placas muestran la presencia de más de 30 huevos en el interior del animal. La región caudal tiene una zona radiopaca con huevos que parecen todos ellos fusionados (figs. 5 y 6). Se le extrae sangre (0,2 ml) de la vena caudal ventral y se realiza una bioquímica sanguínea. Los resultados de los análisis indican que el animal está hipocalcémico (Ca: 4,5 mg/dl) y un poco hiperfosfatémico (P: 8,4 mg/dl). Presenta una anemia marcada (hematocrito 17,5%) y el recuento de glóbulos blancos es normal.

 Figura 7. Separador Barraquer, muy útil para las intervenciones abdominales en animales de reducido tamaño.

tRatamiento Y seGUimiento del Caso El tratamiento médico consiste en las inyecciones de calcio gluconato 100 mg/kg IV, IM o intracelómica, para estabilizar la calcemia. Según nuestra experiencia nos funciona mejor la vía de administración intravenosa, ya que las inyecciones intramusculares e intracelómicas son muy dolorosas. Posteriormente recomendamos realizar una cirugía denominada ovariosalpingectomía (OSE) que consiste en extraer los oviductos repletos de huevos y los ovarios con la finalidad de que no vuelva a tener una gestación y una distocia. A continuación, explicamos detalladamente los pasos más importantes de la extracción de los ovarios y los oviductos.

Material Se utiliza el material habitual de cirugía general: pinzas hemostáticas, pinzas Adson, tijeras pequeñas, portagujas pequeño, etc. Material de microcirugía como el separador Barraquer (fig. 7). Suturas metálicas Ligaclip® o Hemoclip® (figs. 8, 9 y 10). Electrobisturí bipolar Ellman® (fig. 11). Suturas de 5/0 de polipropileno Premilene® o reabsorbibles sintéticas de 4 o 5/0 de PDS®, Vicryl®, Monosyn® o Novosyn®. En ocasiones, cuando el animal es muy pequeño, utilizamos el microscopio quirúrgico de oftalmología para operar o nos ayudamos de un punto de luz intensa, fotóforo (fig. 12). Para monitorizar el latido cardiaco, se coloca un dispositivo Doppler sobre el corazón (figs. 13 y 14).

pRoBlemas RepRodUCtiVos

 Figura 8. Aplicadores de suturas metálicas, Hemoclip® (a la izquierda) y Ligaclip® (a la derecha). Actualmente otras casas comerciales tienen estos aplicadores con diferentes ángulos en la parte final de la pinza para facilitar la colocación del clip (ver los modelos de ligaduras metálicas de B.Braun).

Figura 9. Clips del aplicador de Ethicon endosurgery de titanio Ligaclip®. Tienen la ventaja de no provocar artefactos en caso de que sea necesario realizar una resonancia magnética posterior.

Figura 10. Clips del aplicador de Weck (Hemoclip®), son de acero inoxidable, mucho más económicos que los clips de titanio pero provocan artefactos cuando al animal se le realiza una resonancia magnética.

Premedicación y anestesia Hemos comprobado que cuanto menos se manipule a los camaleones con inyecciones intramusculares de analgésicos, antibióticos, opioides, etc., mejor resultado se obtiene en la recuperación posquirúrgica. Hay especies de reptiles (iguanas, varanos, tortugas de gran tamaño, etc.) en las que el uso de AINE, morfina o butorfanol puede mejorar el confort del animal antes, durante y tras la cirugía. Sin embargo, se obtienen muy buenos resultados en camaleones cuando

únicamente se utiliza el agente anestésico (alfaxalona para intervenciones cortas, isoflurano para cirugías de larga duración). En este caso, se indujo la anestesia con máscara a una concentración del 4,5% de isoflurano (fig. 15). Se intubó con un catéter intravenoso de 18G y se mantuvo la anestesia a una concentración del 2%, con sistema abierto y una T de Ayre, haciéndole respirar tres veces por minuto.

Figura 11. Electrobisturí con pinzas bipolares utilizado en la mayoría de las cirugías de tejidos blandos.

Figura 12. El fotóforo nos permite concentrar la luz en un punto concreto, es muy útil cuando el campo es de reducido tamaño.

167

168

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

Figura 13. Para controlar la frecuencia cardiaca se utiliza un detector de flujo Doppler. Como fuente de luz se usa un fotóforo (Karl Storz®) para concentrar la luminosidad en un punto (fig. 12).

Figura 14. Colocación del camaleón en decúbito lateral izquierdo para su intervención. Se sitúa la sonda del Doppler en la zona axilar justo por detrás del húmero.

Técnica quirúrgica A diferencia de los quelonios, los lagartos de la familia de los camaleones son animales con fácil acceso a la cavidad celómica. Hay que tener en cuenta que estos saurios tienen costillas a lo largo de todo el tronco (figs. 5 y 6), hasta prácticamente la zona de la pelvis. El abordaje quirúrgico más descrito es el ventral, por la línea media. Sin embargo, nuestra experiencia nos permite constatar que el acceso lateral paravertebral o entre dos costillas es más seguro, rápido e implica un corte quirúrgico de menor tamaño para exponer los ovarios y oviductos. Una vez tenemos anestesiado al animal, lo colocamos en decúbito lateral sobre su costado izquierdo para acceder mejor a la gónada del lado derecho. Preparamos el campo quirúrgico desinfectando la piel con povidona yodada (fig. 16). Seccionamos la piel, que es muy fina (con hoja de bisturí del nº 15), visualizamos la musculatura abdominal e introducimos unas tijeras de punta fina y roma en la musculatura intercostal, finalmente se separan las fibras musculares para visualizar la membrana celómica, la cual está normalmente pigmentada de color negro. La membrana se secciona con mucho cuidado y, con ayuda de unas pinzas hemostáticas, se separan los bordes de la incisión para acceder y visualizar el abdomen. Con ayuda de hisopos de madera esterilizados, extraemos el oviducto del lado derecho con los huevos retenidos y lo extirpamos con ayuda de las suturas metálicas y el electrobisturí bipolar (figs. 17-20). Luego exteriorizamos con ayuda de una torunda de algodón estéril el pedículo ovárico derecho (fig. 21). Traccionamos hacia fuera de la cavidad abdominal la gónada y colocamos un par de grapas con el Hemoclip® (figs. 22 y 23) entre el ovario y la vena cava. Una vez asegurada la

hemostasia, seccionamos con las tijeras o con la posición cut and coag del electrobisturí y retiramos el ovario. Hacemos la misma maniobra para extirpar el oviducto y el ovario del lado izquierdo aprovechando la misma ventana, ya que los camaleones son muy planos y se puede acceder desde un mismo abordaje ambos lados del abdomen. Una vez extraídos los dos oviductos con los huevos y los dos ovarios (fig. 24), se cierra la cavidad celómica con suturas de 4 o 5/0 (Premilene® o sutura reabsorbible sintética: PDS®, Novosyn®, etc.); se aconseja realizar una sutura continua simple, enlazando en ocasiones la musculatura intercostal con la costilla anterior. Finalmente se cierra la piel con la misma sutura, con patrón en U continuo (fig. 25). La piel tarda aproximadamente un mes en cicatrizar, y la sutura se suele caer en el momento en el que el reptil muda la piel. A los 15 días de la cirugía se realiza una radiografía de control en la que se aprecian las suturas metálicas que se usaron para la hemostasia (fig. 26).

 Figura 15. Anestésico inhalatorio utilizado en la intervención.

pRoBlemas RepRodUCtiVos

seCUenCia GRÁfiCa de la extRaCCión de los HUeVos Retenidos en Un Camaleón HemBRa

Figura 16. Se desinfecta la zona de la pared costal con povidona yodada o con clorhexidina al 2%. Se fija la sonda del Doppler con esparadrapo de papel, al igual que las extremidades anteriores y posteriores.

Figura 17. Tras la incisión de la piel de la zona paravertebral caudal, se diseca la musculatura intercostal y se accede a la cavidad celómica. Lo primero que se visualiza es el oviducto del lado derecho, el cual se extrae.

Figura 18. Los vasos del oviducto se cauterizan con el electrobisturí bipolar (esta imagen pertenece a la cirugía de una Iguana iguana con retención de huevos).

Figura 19. Se seccionan los extremos del oviducto, previa colocación de un clip metálico (la imagen pertenece a otro caso clínico de ovariosalpingectomía en camaleón).

Figura 20. Sutura metálica que permite cerrar la luz del oviducto. En ocasiones es necesario colocar dos o más suturas para cerrar completamente el oviducto.

Figura 21. Con ayuda de torundas de algodón estériles, se exterioriza el ovario derecho.

169

170

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

Figura 22. Se colocan clips metálicos pequeños (Hemoclip®) para evitar la hemorragia que provocaría la sección de los vasos ováricos.

Figura 23. Lugar en el que queda colocada la sutura metálica.

oBseRVaCiones Los casos clínicos en los que se emplea la cirugía o microcirugía en reptiles es cada vez más común. Hay numerosos clientes que tienen en casa un terrario con un camaleón, un iguánido, un geco o un agámido. Son mascotas de reducido tamaño y que suelen padecer los mismos problemas que otros reptiles más grandes. Disponer del material y los conocimientos adecuados permite resolver satisfactoriamente la mayor parte de los problemas distócicos que afectan a estas pequeñas mascotas, y no requiere un gasto muy elevado de inversión; la mayor parte del material mencionado suele ser de uso común en cualquier clínica que trabaje con pequeños animales. Figura 24. Detalle de los dos oviductos y de los dos ovarios extirpados.

ReComendaCiones Este vídeo de una intervención quirúrgica en un reptil puede ser de interés: http://www.youtube.com/watch?v=TFO_AX_nJkw

Figura 25. El camaleón recuperándose tras la intervención quirúrgica, se puede apreciar la coloración oscura de la zona de la piel seccionada.

Figura 26. Radiografía de control dos semanas después de la cirugía del animal, se aprecian las suturas metálicas utilizadas para extraer ovarios y oviductos.

pRoBlemas RepRodUCtiVos

Caso ClíniCo 38

Masa abdominal en una hembra de Geco Leopardo (Eublepharis macularius)

Reseña del paCiente Especie

Geco Leopardo (Eublepharis macularius).

Edad

12 años.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

Masas compatibles con huevos retenidos que se ven por transparencia de la pared abdominal.

HistoRia ClíniCa

diaGnóstiCo difeRenCial

Noxi es una hembra de Geco Leopardo adulta que hasta hace unos años ponía dos huevos por puesta. Ahora tiene el abdomen aumentado de tamaño y ha adelgazado mucho durante las últimas semanas. No come desde hace 10 días. Las condiciones ambientales son apropiadas y la alimentación es equilibrada, aunque en ciertas épocas se alimenta exclusivamente de gusanos de la harina. Hasta ahora no había tenido ningún problema.

• • • •

síntomas ClíniCos El animal tiene anorexia, caquexia y ha consumido las reservas de agua y grasa de la cola. No se aprecian los cuerpos grasos intraabdominales. El geco está cada vez más débil y no acepta ningún tipo de alimento.

exploRaCión del animal Le palpamos una masa dura en la cavidad abdominal, compatible con huevos retenidos. El geco está extremadamente delgado, pesa 23 gramos y antes solía pesar entre 38 y 42 gramos. Además, tiene los ojos cerrados y se observa la presencia de material fibrinomucoso entre los párpados de ambos ojos.

Huevos retenidos, distocia. Celomitis, salpingitis, ooforitis. Neoplasia o hiperplasia de las gónadas. Otras alteraciones que cursen con depósitos de material en la cavidad abdominal.

pRUeBas ComplementaRias de exploRaCión Las radiografías realizadas no muestran presencia de huevos en el abdomen del animal (los ovarios de este saurio no se pueden evaluar con la radiografía) (figs. 1 y 2). Lo más remarcable que se observa es una masa radiopaca a nivel abdominal. A título informativo, también se aprecia en la parte de la cola regenerada que no tiene estructuras óseas en su interior. Le realizamos una ecografía. La supuesta masa abdominal es hiperecoica comparada con el hígado. Se le practica una laparotomía exploratoria para visualizar los órganos internos y resolver el problema de la masa que se palpa y que se ve externamente.

 Figura 2. Detalle del abdomen de Noxi. Se aprecian masas radiopacas ocupando todo el abdomen del animal.

 Figura 1. Radiografía DV. Se puede apreciar la extrema delgadez del geco, la parte de la cola regenerada y el abdomen muy radiopaco.

171

172

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

seCUenCia GRÁfiCa de la extRaCCión de Una masa aBdominal en Un GeCo leopaRdo

Figura 3. El geco se coloca en decúbito dorsal. Se anestesia con isoflurano utilizando una mascarilla conectada a la máquina de anestesia gaseosa.

Figura 4. Se secciona la piel ligeramente lateral a la línea media para evitar dañar la vena abdominal ventral.

Figuras 5 y 6. Se extraen las masas abdominales. Con la ayuda del electrobisturí bipolar se cauterizan los vasos que vascularizan las masas.

Figura 7. Suturamos la musculatura con un patrón simple continuo con Premilene® 5/0.

~ Figura 8. Detalle de la masa extirpada con la presencia de un folículo en su superficie.

pRoBlemas RepRodUCtiVos

diaGnóstiCo final Tras la cirugía, se analiza el tejido eliminado (biopsia). Se extraen dos masas que parecen estar localizadas en los ovarios (en una de estas masas se ve un folículo, fig. 8). El resultado del estudio histopatológico proporciona el siguiente diagnóstico: ooforitis/salpingitis xantogranulomatosa difusa grave.

tRatamiento Y seGUimiento del Caso Se decidió operar al animal para extraer los supuestos huevos retenidos (diagnóstico clínico que se dio inicialmente, apoyándonos en el historial clínico y la anamnesis). Los propietarios optaron por hacerse cargo únicamente de la visita y de la eutanasia del animal, pero aceptaron que el veterinario que atendió el caso decidiera practicar la cirugía en lugar de eutanasiar directamente al geco. Para la cirugía, Noxi se premedicó con morfina (1,5 mg/ kg IM) y se anestesió con isoflurano mediante una mascarilla y sistema abierto T de Ayre (fig. 3). Se realiza una incisión a nivel de la línea media abdominal, evitando la vena abdominal ventral (fig. 4). Para extirpar las masas abdominales se utiliza material de cirugía convencional: pinzas hemostáticas finas, electrobisturí bipolar, torundas estériles (para manipular la masa y los órganos internos), y sutura de 5/0 de polipropileno (Premilene®) para cerrar la cavidad abdominal, la musculatura y la piel (figs. 5-7). Las muestras extraídas se guardaron en formol tamponado al 10% para su estudio histopatológico posterior (figs. 8 y 9).

Figura 9. Histopatología de la masa ovárica (xantoma). Se observa la pérdida de la estructura ovárica debido a un abundante depósito de cristales aciculares (espacios claros alargados), en ocasiones rodeados por células gigantes multinucleadas (flechas). Imagen cedida por Carles Juan-Sallés, LV, Dipl. ACVP, patólogo de animales exóticos, salvajes y parques zoológicos.

Figura 10. Revisión de Noxi 45 días después de la cirugía. La herida ha cicatrizado y la cola ha aumentado de tamaño.

Figura 11. La condición corporal ha mejorado notablemente, pero manifiesta una ligera hinchazón de los ojos.

173

174

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

Noxi se alimentó con papilla Royal Canin Instant Diet Recovery® durante unas semanas y cuando recuperó el apetito le suministraron grillos enlatados y saltamontes. Se le instauró un tratamiento prolongado a base de simvastatina y gemfibrozilo.

oBseRVaCiones En casos como el expuesto, la curiosidad del veterinario es la que lleva a solucionar un problema determinado. Es más, el análisis posterior del tejido (estudio histopatológico) nos reveló que la sospecha inicial de distocia y la posterior conjetura de neoplasia ovárica, resultó ser finalmente ooforitis xantogranulomatosa (xantomatosis) (fig. 9). El animal se recuperó satisfactoriamente tras la cirugía. Mes y medio

después, la evolución era correcta y había ganado peso, llegando a alcanzar 41 gramos (figs. 10 y 11). El saurio solo manifestaba una ligera buftalmia, que achacamos a un probable acúmulo de colesterol en el sistema nervioso central (SNC). El geco fue adoptado por una veterinaria que estaba de prácticas en la Clínica Veterinaria Exòtics. El animal fue sometido a revisiones regulares. Cinco meses después de la cirugía, la veterinaria trajo a Noxi porque había vuelto a perder el apetito y le notaba una nueva masa intraabdominal. Además, presentaba tetraparesia (figs. 12 y 13). Se le realizó una analítica sanguínea en la que los valores de colesterol estaban muy aumentados (450 mg/dl). Finalmente se le practicó la eutanasia.

12

13

Figuras 12 y 13. Revisión de Noxi 5 meses después de la cirugía. El animal presenta posturas anómalas y tetraparesia.

pRoBlemas de CompoRtamiento

Caso ClíniCo 39

Problema de comportamiento en una Iguana Verde (Iguana iguana)

Reseña del paCiente Especie

Iguana Verde (Iguana iguana).

Edad

3 años y medio.

Sexo

Macho.

Motivo de la consulta

El saurio ataca a los propietarios cuando se acercan para darle de comer o cuando cambian y limpian el interior del terrario.

de temperatura dentro del terrario que oscila entre los 24 °C y los 32 °C, dispone de una bañera, etc. Se alimenta exclusivamente a base de verduras variadas.

síntomas ClíniCos La iguana presenta una agresividad dirigida sobre todo hacia las personas de género femenino de la casa. También se observa una ligera pérdida del apetito y conducta de escape del terrario.

exploRaCión del animal

Figura 1. Craufourd, Iguana iguana. Macho adulto de 2,7 kg.

No se observan lesiones externas en el animal, las mucosas están rosadas, el color es un poco pálido, pero la palpación abdominal y auscultación es normal. En la consulta, Craufourd se manifiesta muy nervioso, irascible y muerde sin cesar la toalla con la que lo tenemos inmovilizado (lo sujetamos fuertemente de la cintura escapular y pélvica y de la cola). Es necesario manejarlo entre dos personas. El animal pesa aproximadamente 3 kg.

HistoRia ClíniCa

diaGnóstiCo difeRenCial Y final

Craufourd, una Iguana iguana, convive con sus propietarios desde que es un bebé (fig. 1). Siempre ha sido un animal muy manso, pero desde hace tres meses (ahora tiene 3 años y medio) el animal se muestra muy agresivo cuando se acerca la propietaria. Realiza movimientos verticales de arriba a abajo con la cabeza y abre la boca. Cuando su dueña consigue que se calme, lo envuelve en una toalla y lo saca del terrario. Una vez fuera se tranquiliza un poco pero enseguida va directo a los zapatos de la propietaria para morderle. También comienza un repertorio de golpes con la cola. La iguana está en un terrario de grandes dimensiones. La luz es adecuada (la cambian cada seis meses), tiene un rango

Los problemas de agresividad en esta especie animal suelen estar ligados a niveles elevados de hormonas sexuales en la sangre (testosterona). Podemos ver animales muy agresivos de ambos sexos en Iguana iguana. Suele ser agresividad por territorialidad. Para resolverlo necesitan un cambio importante en las condiciones ambientales (más espacio, evitar otros animales, respetar su ciclo circadiano, etc.). En este caso, al ser un macho en época reproductiva, es lógico pensar que el animal está en celo, por lo que las opciones para mejorar este comportamiento son la castración o la introducción de elementos o animales con los que pueda desahogarse.

175

176

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

pRUeBas ComplementaRias de exploRaCión Se le realiza un análisis de sangre para comprobar el estado interno del animal. No se evidencia ninguna alteración ni en el hemograma ni en la bioquímica sérica (fig. 2).

Figura 2. Citología de la sangre de la iguana. Se aprecian dos heterófilos (uno central y el otro a las seis horarias) y un par de linfocitos en la parte superior (tienen el citoplasma pequeño y el núcleo redondo, muy basófilo y homogéneo).

tRatamiento Y seGUimiento del Caso Las opciones que se les planteó a los propietarios fueron: 1. Buscarle una hembra para que desahogue sus necesidades reproductivas. 2. Buscarle un “peluche” con forma de lagarto para su desahogo sexual. 3. No hacer nada y aceptar que el animal mantenga este comportamiento mientras le dure la época de celo. 4. Esterilización. 5. Donarlo a un centro de acogida de animales exóticos o a un particular que no le importe que el animal tenga este comportamiento. Se optó por castrar al animal. La cirugía consiste en la extracción quirúrgica de los dos testículos que están dentro del abdomen en este caso, en el techo de la cavidad abdominal unos 3-5 cm por delante de la unión coxofemoral. Cuanto mayor es el tamaño de la iguana, mayor es la distancia a la que se encuentran las gónadas.

Antes de comenzar la cirugía se premedica al animal con morfina a dosis de 1,5 mg/kg IM, a continuación se induce la anestesia con alfaxalona (10 mg/kg) mediante infusión lenta, mínimo un minuto, en la vena coccígea ventral. Se intuba al animal utilizando una sonda Rush del 2,5 sin balón, para poder mantener la anestesia inhalatoria con isoflurano al 2%. Realizamos una incisión paravertebral de 1-2 cm a nivel de las últimas vértebras lumbares, 3 cm por delante de la articulación coxofemoral y 2 cm por debajo de la columna vertebral (fig. 3). Separamos con unas tijeras de punta roma la musculatura lumbar que es gruesa a este nivel, para acceder a la cavidad celómica (fig. 4). Al tratarse de una iguana relativamente pequeña en tamaño (2,7 kg), visualizamos sin muchas dificultades el testículo derecho. Colocamos una pinza hemostática entre los dos bordes de la musculatura disecada para poder ensanchar la incisión y visualizar mejor el interior. A continuación, introducimos una pinza hemostática larga y de punta roma o unas pinzas curvas y pellizcamos el testículo para localizar debajo el pedículo que lo une al techo de la cavidad celómica (figs. 5 y 6). Traccionamos hacia afuera el testículo clampado y mediante un bisturí eléctrico bipolar cortamos y cauterizamos la inserción para extraer el testículo (fig. 7). En alguna ocasión, si el vaso o vasos que nutren el testículo son de grandes dimensiones, colocamos un Ligaclip® que evitará la hemorragia una vez retirada la gónada (figs. 8 y 9). Buscamos, ayudándonos a veces con un endoscopio, el testículo izquierdo y hacemos el mismo procedimiento. Localizamos la zona que lo une al techo del abdomen, clampamos con la pinza hemostática, traccionamos y lo extraemos por el mismo orificio. Cauterizamos el pedículo con el bisturí eléctrico y/o Ligaclip® y finalmente lo extraemos. En las iguanas de grandes dimensiones, se requiere realizar un corte a cada lado del abdomen para poder acceder a la zona donde se encuentran las gónadas, pero el procedimiento que se sigue es el mismo. A continuación, cerramos la capa muscular costal y la piel con sutura en U evertida con polipropileno 2/0 (realizaremos dos puntos de sutura o una sutura simple continua) (figs. 10 y 11). El posoperatorio consiste en mantener unos días al animal en reposo y evitar que se ensucie la zona de la incisión quirúrgica, que es reducida y está a nivel dorsal (fig. 12). En este paciente en concreto no se dio antibioterapia preventiva. Empezó a comer a las 24 horas y se le cayeron los puntos de sutura de la piel a los dos meses.

pRoBlemas de CompoRtamiento

seCUenCia GRÁfiCa de la CastRaCión de Una iGUana maCHo

Figura 3. Incisión de la piel paravertebral del lado derecho.

Figura 4. Disección mediante tijeras romas de la musculatura transversa abdominal.

Figura 5. Pinzamos la capa más superficial del testículo (la túnica vaginal visceral) para acercar el testículo del lado derecho al sitio de la incisión.

Figura 6. Clampamos la base del testículo con pinzas curvas o con unas pinzas hemostáticas.

Figura 7. Cauterizamos el pedículo testicular con las pinzas bipolares del bisturí eléctrico.

Figura 8. Exteriorizamos el testículo del lado izquierdo agarrándolo por la zona del pedículo y colocamos una sutura metálica.

177

178

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

Figura 9. Sutura metálica colocada correctamente en la base del testículo izquierdo.

Figura 10. Suturamos la musculatura con una sutura continua simple de polipropileno 2/0.

Figura 11. Sutura de la piel con puntos simples en U con polipropileno de 2/0 (2-3 puntos de sutura).

Figura 12. Cicatriz de la piel una vez finalizada la intervención quirúrgica.

oBseRVaCiones Mantener como mascota una Iguana iguana conlleva siempre un riesgo, ya que son animales muy solitarios, dominantes y territoriales. Estos comportamientos indeseables se agudizan cuando el animal llega a la pubertad y entra en celo. En numerosas ocasiones lo único que se puede plantear al propietario para disminuir este comportamiento no deseado es la esterilización (química o quirúrgica), pero no siempre se obtienen los resultados buscados. Con nuestra experiencia en las castraciones de iguanas macho, podríamos decir que funciona sin problemas en un 50% de los

animales, en los cuales esta conducta agresiva remite por completo, mientras que en el otro 50% se reducen en parte los síntomas, pero continúan con cierto grado de agresividad. Además, esta agresividad va dirigida sobre todo a las hembras de la casa (mujeres u otros animales de sexo femenino). La esterilización química mediante inyecciones de inhibidores de la GnRH (leuprorelina, deslorelina, etc.) está en discusión si funciona o no. Nosotros no tenemos aún experiencia en casos tratados con estos productos, por lo que no podemos aconsejar o desaconsejar su uso.

enfeRmedades infeCCiosas Y paRasitaRias

Caso ClíniCo 40

Herpesvirus en Tortuga de las Estepas Rusas (Agrionemys horsf ieldii)

HistoRia ClíniCa Stanislaya, una tortuga hembra de 7 años de edad, presenta tras la hibernación una manifiesta pérdida de apetito y gran dificultad para respirar. El animal había hibernado los años anteriores sin problemas, y en primavera los propietarios la bañaban un par de veces por semana y empezaba a comer.

Reseña del paCiente Especie

Tortuga de las Estepas Rusas (Agrionemys horsfieldii).

Edad

7 años.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

El animal, después de despertarse de la hibernación, presenta dificultad al respirar y no come.

Figura 2. Lesiones bucales en el mismo animal. En la figura se aprecia la lengua de la tortuga cubierta por material diftérico, glositis.

síntomas ClíniCos La tortuga presenta disnea inspiratoria, sibilancias, anorexia y una marcada deshidratación (ojos hundidos). También podemos observar una conjuntivitis unilateral y lesiones blanquecinas en la córnea del ojo izquierdo (fig. 1).

Figura 1. Stanislaya, Tortuga de las Estepas Rusas (Agrionemys horsfieldii) en el momento de la primera visita. Se aprecia la cornea del ojo izquierdo blanquecina e irritación/enrojecimiento de los párpados.

Figura 3. Detalle del paladar del quelonio, palatitis diftérica-necrotizante. 

179

180

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

exploRaCión del animal

diaGnóstiCo final

El quelonio tiene placas diftéricas que tapizan la lengua, la faringe y la laringe (figs. 2 y 3). La piel está muy seca y el animal manifiesta un bajo peso corporal. Los ojos están inflamados, aunque dicha inflamación es mayor en el ojo izquierdo, ambos párpados están muy enrojecidos.

La sospecha clínica inicial es de herpesvirus. La blefaroconjuntivitis, glositis y estomatitis con necrosis y placas diftéricas son altamente sugestivas en esta especie de infección por herpes. La leucopenia y anemia la podemos achacar al proceso de brumación e hibernación, aunque las infecciones víricas también producen una marcada bajada de las defensas del animal. La buena respuesta al tratamiento que se instauró mediante antibioterapia y aciclovir confirma en cierta manera la sospecha de herpesvirosis como diagnóstico definitivo.

diaGnóstiCo difeRenCial • • • • •

Estomatitis bacteriana. Estomatitis vírica. Estomatitis fúngica. Hipovitaminosis A. Conjuntivitis bacteriana, vírica o fúngica.

pRUeBas ComplementaRias de exploRaCión Al animal se le realiza un análisis de sangre general. Los resultados de éste indican una marcada leucopenia y anemia (leucocitos 700/µl, eritrocitos 200.000/µl, hematocrito del 17%) (fig. 4). Se le plantea al propietario tomar muestras de la cavidad bucal para realizar un estudio de presencia de herpesvirus (PCR que se enviaría a Alemania, laboratorio Laboklin, http://www.laboklin.de/pages/php/news.php?lang=es) pero no accede a tal prueba. Tampoco se realiza cultivo de las lesiones bucales, pero la observación directa al microscopio de muestras de las placas bucales indica una contaminación por un gran número de bacilos, sin presencia de levaduras ni hongos filamentosos.

Figura 4. El análisis sanguíneo muestra una marcada leucopenia y anemia.

tRatamiento Y seGUimiento del Caso La tortuga se trató inicialmente con enrofloxacina al 2,5%, a dosis de 5 mg/kg IM cada 24 horas, alimentación forzada mediante sonda rígida con papilla (Oxbow Critical Care Fine Grind®) (fig. 5), aciclovir PO (80 mg/kg administrado junto con la papilla) y pomada oftálmica (Zovirax® pomada oftálmica al 3%) dos aplicaciones al día.

 Figura 5. Papilla que usamos para la alimentación forzada de reptiles hervíboros en estado crítico.

A la semana se retiraron con hisopos estériles las membranas necróticas-diftéricas de lengua y laringe, pero como el animal seguía sin comer, se planteó a los propietarios colocar un tubo de esofagostomía para alimentación forzada. Se le colocó la sonda (figs. 6-13) y se mantuvo durante un mes y medio.En las figuras se ve paso a paso como colocamos la sonda a través del cuello del quelonio. Para la colocación de la sonda, se anestesia el animal con alfaxolona (10 mg/kg) mediante inyección lenta en la vena yugular derecha. Al mes del inicio del tratamiento, el animal ya no tenía las lesiones oculares ni orales y empezó a comer, aunque no se le retiró la sonda para mantener una vía de administración de suplementos alimenticios o fármacos (figs. 14 y 15). Finalmente la propia tortuga se la quitó con la extremidad anterior izquierda a los dos meses de colocarla.

enfeRmedades infeCCiosas Y paRasitaRias

seCUenCia GRÁfiCa de la ColoCaCión de Un tUBo esofÁGiCo paRa la alimentaCión foRZada

Figura 6. Introducir por la boca una pinza hemostática larga hasta la parte caudal del cuello; hacer presión desde dentro para que la pinza protruya la piel del cuello y localicemos la zona a seccionar.

Figura 7. Seccionamos la piel y el esófago con una hoja de bisturí.

Figura 8. Por el orificio creado pasamos la punta del mosquito o pinzas y lo abrimos para poder agarrar la sonda. Se utiliza una sonda uretral de perro de diferente diámetro en función del tamaño del animal a sondar.

Figura 9. Sujetamos con las pinzas hemostáticas la punta de la sonda y la extraemos por la cavidad oral.

Figura 10. Una vez que tenemos la punta de la sonda aflorando por la boca, le damos la vuelta orientándola hacia el esófago. Con las mismas pinzas introducimos la sonda hasta llegar a la zona previamente marcada con la distancia entre el punto de entrada y el estómago.

Figura 11. Cuando la sonda está emplazada en su sitio, se procede a colocar una palomilla de esparadrapo de seda. Véase la marca que hemos hecho para delimitar la distancia entre el cuello y el estómago.

181

182

Casos ClíniCos de animales exótiCos

REPTILES

Figura 12. Colocamos una palomilla de esparadrapo y la suturamos a la piel del cuello.

Figura 13. Comprobamos que entre correctamente líquido por la sonda y la fijamos con esparadrapo al caparazón del animal.

oBseRVaCiones Aunque en este caso no se llegó a un diagnóstico definitivo por no poder realizar el aislamiento/identificación del virus, la terapia fue efectiva. Al mes y medio se le pudo dar el alta al animal, que se recuperó al 90%. Como secuela de la enfermedad la tortuga perdió visión del ojo izquierdo y la córnea resultó ligeramente opaca (blanquecina). Es importante resaltar que aunque no se tenga un diagnóstico etiológico concreto, en numerosas ocasiones, un correcto manejo de las condiciones ambientales y de los fármacos que consideramos

más indicados para el proceso, permiten resolver satisfactoriamente enfermedades que padecen estas mascotas. La tortuga “Stanis”, así es como la llaman sus propietarios, ha sido revisada en la clínica varias veces después de resolver el problema inicial, y manifiesta un buen estado de salud, tiene apetito y apenas se le notan las lesiones oculares. A esta tortuga los propietarios no le han posibilitado hibernar más, por lo que evitamos así la posibilidad de que el herpesvirus se reactive cuando el animal baja sus defensas.

Figura 14. Un mes después de colocar la sonda esofágica, se puede ver la córnea del ojo izquierdo brillante, ya no hay conjuntivitis. La tortuga ha recuperado peso y tiene apetito.

Figura 15. Lengua curada sin placas blanquecinas, 1 mes y 7 días después del inicio del tratamiento.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

CASO ClíNICO 41

Septicemia en tortugas asiáticas semiacuáticas (Cuora galbinifrons bourretti y Geoemyda spengleri)

RESEñA DE lOS pACIENtES Especie

Tortugas asiáticas semiacuáticas (Cuora galbinifrons bourretti y Geoemyda spengleri).

Motivo de la consulta

La presencia de hemorragias en las escamas del caparazón de algunas tortugas importadas de Tailandia. En el grupo hay animales de dos especies distintas.

HIStORIA ClíNICA Se trata de un grupo de animales recién importados de Tailandia, aunque originarios de Camboya. Han llegado a España en plena época hibernal y probablemente han pasado frío durante el viaje. Ante la presencia de hemorragias en el caparazón, acuden a la consulta con las dos especies de tortugas (Cuora galbinifrons bourretti y Geoemyda spengleri) (figs. 1-3). Una de las Geoemyda spp. también muestra síntomas de enfermedad, sin embargo no presenta las lesiones hemorrágicas graves que se describen en Cuora galbinifrons. Figura 1. Cuora galbinifrons bourretti.

SíNtOMAS ClíNICOS Dos de las cuatro tortugas de la especie Cuora spp. presentan lesiones en el peto y en el espaldar. A una de ellas se le caen las escamas córneas del peto, también muestra hemorragias entre las escamas, en los huesos del espaldar, en las placas marginales y en el plastrón (figs. 4-6). La otra tortuga está muy apática y no reacciona a estímulos dolorosos; cuando se le pincha la piel de las extremidades con una aguja hipodérmica no retira la extremidad.

Figura 2. Grupo de Geoemyda spengleri formado por cuatro hembras y un macho. El macho se distingue por tener la cola más gruesa y larga que las hembras (está en la parte superior derecha de la imagen).

EXplORACIÓN DE lOS ANIMAlES

 Figura 3. Detalle de la zona rostral de una Geoemyda spengleri.

Uno de los dos animales se muestra apático y no reacciona a los estímulos externos. La otra tortuga presenta una dermatitis con petequias y hemorragias por todo el cuerpo y la pérdida de las placas córneas del peto (figs. 5 y 6). Los dos animales muestran signos de hipotermia y parecen haber entrado en estado de shock. La temperatura ambiente de la casa del propietario es de 15 °C.

183

184

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

Figura 4. Vista dorsal de la Cuora spp. con hemorragias y petequias distribuidas por todo el caparazón.

Figura 5. Vista ventral de la misma tortuga. Se aprecian las zonas enrojecidas en el peto y las placas marginales.

DIAGNÓStICO DIFERENCIAl • Infección sistémica/septicemia de origen bacteriano, vírico o fúngico. • Enfermedad ulcerativa cutánea. En inglés, SCUD (Septicemic Cutaneous Ulcerative Disease).

pRUEBAS COMplEMENtARIAS DE EXplORACIÓN Se realiza un análisis de sangre de los dos animales. Se les extrae sangre (un 0,7% del peso del animal) mediante cardiocentesis (fig. 7), aunque la vena de elección normalmente para la extracción de sangre es la vena yugular derecha (figs. 8-10). Los resultados indican una marcada deshidratación, el hematocrito está en un 42% y los sólidos totales en 7,5 mg/dl, así como un recuento muy elevado de leucocitos, 30.000 glóbulos blancos/µl. El estudio del frotis sanguíneo muestra gran cantidad de heterófilos, heterófilos tóxicos, células llenas de pigmento (hemosiderina) y monocitos (figs. 11-16). En la tortuga menos enferma (sin hemorragias ni petequias), detectamos en algunos eritrocitos parásitos del género Plasmodium spp. (figs. 17 y 18). Al estudiar detenidamente los leucocitos en el frotis sanguíneo de la tortuga con hemorragias, observamos la presencia de bacterias intracelulares, en monocitos y heterófilos (figs. 12 y 15).

Figura 6. La mayor parte de los escudos córneos del peto se desprenden y dejan al descubierto el hueso hemorrágico.

DIAGNÓStICO FINAl Se diagnostica una septicemia bacteriana y una parasitación por Plasmodium spp. Al propietario se le planteó la posibilidad de realizar un hemocultivo para aislar la bacteria observada en la citología, pero por motivos económicos la desestimó. En la mayor parte de las tortugas asiáticas con cuadros parecidos al descrito, las bacterias que se suelen aislar son Salmonella spp., Citrobacter freundii y/o Serratia spp.

Figura 7. Cardiocentesis para obtener un volumen de sangre suficiente con el fin de realizar un hemograma, un hematocrito y una citología sanguínea.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

SECUENCIA GRáFICA DE lA OBtENCIÓN DE SANGRE DE lA VENA yUGUlAR DERECHA EN UNA tORtUGA 8

9

10

Figura 11. Frotis sanguíneo de la tortuga con hemorragias. Se observa una gran cantidad de células de la serie blanca (leucocitosis) en un solo campo del microscopio a 1.000x. Tinción Diff Quik®.

Figura 12. Monocito con microorganismos fagocitados (compatibles con bacilos). Tinción Diff Quik® (1.000x).

Figura 13. Heterófilos tóxicos. Tinción Diff Quik® (1.000x).

Figura 14. Heterófilos, uno de ellos desgranulado. En el centro de la imagen se observa una célula con gran cantidad de pigmento fagocitado en su interior (hemosiderina). Tinción Diff Quik® (1.000x).

Figura 15. Monocito que muestra en su interior estructuras compatibles con bacterias. Tinción Diff Quik® (1.000x).

Figura 16. Presencia de parásitos hemáticos (Plasmodium spp.) en la sangre periférica de la tortuga con hemorragias. Tinción Diff Quik® (1.000x).

185

186

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

Figuras 17 y 18. Parásitos intraeritrocitarios (Plasmodium spp.) en la sangre periférica de una de las tortugas Cuora spp. Tinción Diff Quik® (1.000x).

tRAtAMIENtO y SEGUIMIENtO DEl CASO Los dos quelonios se trataron con enrofloxacina (Baytril 2,5%) a dosis de 10 mg/kg IM cada 24 horas. Una de ellas falleció a las pocas horas, mientras que la otra tortuga se fue recuperando paulatinamente. Al cabo de 15 días los análisis indicaban una mejoría importante en el recuento de glóbulos blancos, con ausencia de bacteriemia y de células tóxicas (fig. 19).

OBSERVACIONES Estos animales fueron recogidos de la naturaleza para ser vendidos y enviados a España en una época poco apropiada. La suma de una temperatura inferior a la adecuada y el hacinamiento en el que suelen estar los animales en los mercados orientales, hace propicio que desarrollen infecciones que en condiciones normales no tendrían. Es importante señalar que estas especies concretas provienen de zonas elevadas (ríos de montaña) y su zona de temperatura óptima preferida (ZTOP) oscila entre los 22-24 °C durante el día y por la noche baja a unos 20 °C. El calor o el frío excesivo, el hacinamiento, las condiciones inadecuadas de higiene, un largo trayecto a baja temperatura, etc., han sido el desencadenante de que estos animales desarrollaran un proceso séptico. Los parásitos hemáticos no suelen provocar sintomatología en la mayoría de los animales en los que se detectan, por lo que a día de hoy, los autores no los han tratado.

Figura 19. Citología de la tortuga que vivió 15 días después de iniciar el tratamiento. Se puede observar un heterófilo normal (flecha blanca) y un monocito también de apariencia normal (flecha verde). Tinción Diff Quik® (1.000x).

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

CASO ClíNICO 42

Miasis y sepsis en una Tortuga Asiática (Pyxidea mouhotii)

RESEñA DEl pACIENtE Especie

Tortuga Asiática semiacuática (Pyxidea mouhotii).

Edad

24 años.

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

Infección en la cola y presencia de larvas de mosca en la cloaca.

HIStORIA ClíNICA El paciente es una tortuga de 24 años de edad que vive en un acuaterrario (fig. 1). Su alimentación consiste en carne, gusanos, caracoles, verduras y frutas variadas. En verano está suelta por un pequeño jardín que dispone de una piscinita de fácil acceso donde la tortuga se baña. Los meses de invierno está dentro de casa en el acuaterrario sin ningún aporte de temperatura ni de luz (el animal disminuye la actividad e hiberna).

Figura 2. Vista ventral de la cola y de la cloaca en la que se aprecia la mucosa necrosada. Las larvas de mosca se encontraban en el interior de la cloaca y provocaban una extensa lesión de la mucosa.

Figura 1. Pyxidea mouhotii con los ojos ligeramente hundidos y lesión de la ranfoteca.

SíNtOMAS ClíNICOS El quelonio está más quieto de lo normal, tiene la zona cloacal aumentada de tamaño y huele muy mal (figs. 2 y 3). Además se aprecia una marcada lesión en la estructura córnea de la ranfoteca (fig. 1).

Figura 3. Vista dorsal de la cola con pérdida de masa muscular y falta de piel en la zona del ano.

187

188

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

EXplORACIÓN DEl ANIMAl La cloaca de la Pyxidea mouhotii está muy dilatada y presenta la mucosa engrosada con zonas necróticas. En el interior de la cloaca se aprecian gran cantidad de larvas de gusanos y desprende un olor pútrido. La tortuga tiene los ojos ligeramente hundidos y reacciona lentamente a los estímulos dolorosos (cuando pinchamos con una aguja fina la piel de las extremidades). La ranfoteca está engrosada, es rugosa y ha perdido la estructura de escama córnea lisa.

DIAGNÓStICO DIFERENCIAl • Cloacitis por miasis. • Cloacitis por otros gérmenes: parásitos flagelados, hongos o bacterias. • Inmunosupresión tras la hibernación. • Infección generalizada. • Infección de la ranfoteca por bacterias u hongos.

Figura 4. En la citología del frotis sanguíneo se aprecian dos heterófilos tóxicos, un eosinófilo en la parte superior y un monocito azurófilo o célula prematura con el citoplasma lleno de vacuolas. Tinción Diff Quik® (1.000×).

pRUEBAS COMplEMENtARIAS DE EXplORACIÓN Se realiza un análisis de sangre completo. Extraemos sangre de la vena yugular derecha con una jeringuilla heparinizada. El animal tiene una heterofilia marcada (25.000 leucocitos/µl, de los que el 85% son heterófilos) con presencia de numerosos heterófilos tóxicos y heterófilos degranulados (figs. 4 y 5). En la sangre periférica hay células con el citoplasma lleno de pigmento y células fagocitadas (fig. 6). También observamos algunos eritrocitos parasitados (hemogregarinas), aunque no lo consideramos patológico por el bajo número de células infectadas (fig. 7). El hematocrito está al 15% y los sólidos totales son 2,5 g/dl. La albúmina tiene un valor de 1,1 mg/dl (el coeficiente albúmina/globulina es inferior a uno, dato que indica un proceso crónico). Los valores bioquímicos son normales en el momento de la extracción de sangre.

DIAGNÓStICO FINAl La evaluación del caso determina que se trata de miasis, cloacitis, infección generalizada (septicemia) y necrosis de la mucosa cloacal.

Figura 7. Parásito en el interior de un eritrocito de la misma tortuga  (hemogregarina). La presencia de estos parásitos nos indica que se trata de un animal que no ha nacido en cautividad, pero no implica un proceso patológico. Tinción Diff Quik®.

Figura 5. Tinción Diff Quik® de citología sanguínea en la que se aprecian numerosos heterófilos degranulados (1.000×).

Figura 6. Célula en sangre periférica con gránulos pigmentados en el citoplasma, indicativo de fagocitosis (1.000×). También se observan numerosos gránulos libres de eosinófilos y heterófilos. Tinción Diff Quik®.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

tRAtAMIENtO y SEGUIMIENtO DEl CASO Procedemos a la extracción manual de los gusanos de la cloaca y realizamos enemas con suero salino fisiológico. Para asegurar la extracción total de las larvas, visualizamos con un endoscopio/otoscopio la cloaca hasta el coprodeo. Introducimos suero con clorhexidina al 2% y realizamos varios lavados. Posteriormente, se aplica la pomada a base de sulfadiazina argéntica, Silvederma® o Blastoestimulina®, en la zona de la cloaca y parte ventral de la cola (fig. 8). Para controlar la infección, se trata al animal con ceftazidima (Fortam®) a dosis de 20 mg/kg IM cada 48 horas. El animal mejora con el paso de los días pero no quiere comer. Se plantea la opción de colocar una sonda esofágica, para la administración de alimento, que se mantiene durante un mes. La alimentación a través de la sonda consiste en papillas de Hill´s a/d (fig. 9) y verduras. Tras mes y medio de tratamiento, la tortuga no mejora. Se plantea la revisión de la cloaca y la realización de una endoscopia de la cavidad celómica.

Para nosotros el gran dilema es decidir si vale la pena o no tratar a un animal de esta familia de reptiles con las lesiones descritas y con una analítica indicativa de septicemia. Quizás, por la experiencia que hemos ido acumulando, el dato más significativo y al cual le damos más valor para el diagnóstico y pronóstico de una enfermedad en un reptil, es ver la presencia de células tóxicas en sangre periférica y el coeficiente entre proteínas séricas albúmina/globulina. Los heterófilos tóxicos nos indican con cierta fiabilidad que el reptil está entrando en una fase final de la enfermedad y que difícilmente habrá una marcha atrás, es decir, una curación. Tenemos documentados varios casos en los que se diagnosticaron procesos septicémicos en lagartos y que se resolvieron satisfactoriamente, sin embargo en quelonios el éxito médico es muy bajo cuando en una analítica se detecta la presencia de bacterias, células tóxicas y degeneradas en sangre periférica.

OBSERVACIONES Las peculiaridades fisiológicas y anatómicas de las tortugas hacen que veamos en la clínica diaria numerosos casos como el descrito. El hecho de ver un animal con una miasis no implica necesariamente que llegue a ser fatal para el animal; sin embargo, las lesiones graves que provocan las larvas de mosca en su afán por alimentarse provocan toda una serie de daños colaterales, en ocasiones letales para el animal afectado. Las miasis cutáneas se suelen controlar mejor que las que afectan a zonas mucosas. Este quelonio en concreto se controló bien inicialmente, pero ya en el momento de la primera visita padecía probablemente una septicemia, con crecimiento de microorganismos en todas las partes del organismo.

Figura 10. Imagen endoscópica de la cavidad celómica de la tortuga, se puede apreciar la presencia de múltiples granulomas sobre la superficie del pulmón.

Figura 8. La Blastoestimulina® es la pomada con la que se trató a este animal para controlar la infección de la mucosa cloacal.

Figura 9. Papilla con la que se alimentó vía sonda esofágica a la tortuga, Hill’s a/d.

Figura 11. Endoscopia celómica del quelonio, se aprecian múltiples granulomas sobre la superficie del hígado.

189

190

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

CASO ClíNICO 43

Parásitos intestinales en tortugas de tierra de varias especies

RESEñA DE lOS pACIENtES Especie

Tortugas de tierra (Testudo graeca, Centrochelys sulcata, Centrochelys pardalis, Geochelone elegans, Agrionemys horsfieldii, Terrapene spp.).

Motivo de la consulta

Observación de gusanos en las heces de los animales.

HIStORIA ClíNICA En la primera revisión de una tortuga de tierra, se suele realizar un análisis de heces directo al microscopio óptico. Es muy común observar parásitos intestinales en tortugas de tierra, por lo que es importante enumerar los distintos grandes grupos de parásitos que se pueden encontrar, su significado a nivel clínico y su tratamiento en caso de que sea necesario eliminarlos.

SíNtOMAS ClíNICOS En algunos animales se detectan heces más blandas de lo normal, en ocasiones malolientes o incluso con fragmentos de alimentos sin digerir. Los parásitos intestinales redondos de mayor tamaño son los áscaris, los cuales son visibles a simple vista (normalmente el propietario comenta que la tortuga “expulsa lombrices”). Sin embargo, la mayoría son de tamaño reducido y requieren ser analizados mediante un estudio de las heces en el microscopio.

Figura 1. Testudo graeca. Presencia de parásitos externos observados en la exploración de una tortuga recién adquirida.

En general, los animales intensamente parasitados suelen mostrarse delgados, su peso es insuficiente, algunos presentan un apetito disminuido y en ocasiones se observa un retraso importante en el crecimiento del animal.

EXplORACIÓN DE lOS ANIMAlES En la primera visita de una tortuga es fundamental explorar exhaustivamente al animal. Se debe examinar la piel de la cabeza y del cuello, de las extremidades y de las zonas axilares e inguinales para descartar la presencia de parásitos externos como garrapatas o ácaros (figs. 1 y 2). También se inspecciona la cavidad oral, la zona anal y el caparazón. Los ojos de la tortuga deben ser brillantes y sobresalir ligeramente de las cuencas orbitarias. Unos ojos hundidos son indicativos de deshidratación o enfermedad subyacente (fig. 3).

 Figura 2. Parásitos externos en la zona inguinal de una Centrochelys pardalis. Estos parásitos del género Amblyomma spp. son muy frecuentes en tortugas de esta especie importadas del Centro de África.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

DIAGNÓStICO DIFERENCIAl • Enteritis o gastroenteritis por gusanos redondos/planos (nematodos/cestodos). • Enteritis o gastroenteritis por protozoos. • Enteritis o gastroenteritis bacteriana. • Enteritis o gastroenteritis por microsporidios (coccidios, criptosporidios). • Enteritis o gastroenteritis fúngica (candidiasis, hongos filamentosos). • Enteritis o gastroenteritis por ingestión de cuerpo extraño.

pRUEBAS COMplEMENtARIAS DE EXplORACIÓN Un simple análisis directo de las heces del quelonio suele ser la mejor manera de detectar la presencia de parásitos intestinales o sus formas de resistencia/infectivas como quistes o huevos (fig. 4), respectivamente. La presencia de levaduras u hongos filamentosos, protozoos flagelados o ciliados, amebas, quistes o huevos, estructuras compatibles con coccidios o criptosporidios, indican el tratamiento a seguir contra estos microbios que se encuentran en el tubo digestivo del animal. Para facilitar el diagnóstico del parásito, se muestran toda una serie de imágenes en las que se pueden diferenciar fácilmente los parásitos, los huevos y los quistes más frecuentemente encontrados en la observación directa de heces de tortugas de tierra (figs. 5-34). Aunque no se suele usar de forma rutinaria en las heces de los reptiles, la técnica de flotación con sulfato de zinc (fig. 35) ayuda a concentrar las estructuras de resistencia de los parásitos para visualizarlas mejor (fig. 36).

tRAtAMIENtO El tratamiento variará en función del parásito detectado en las heces y de la condición física en la que se encuentra la tortuga en el momento de ser explorada.

Figura 3. Testudo spp. con signos clínicos de deshidratación severa. El animal presentaba una intensa parasitación por tricomonas digestivas y renales.

Figura 4. Portaobjetos con heces frescas de una tortuga de tierra. Se observa la presencia de gusanos alargados blanquecinos (nematodos adultos, oxiúridos).

Protocolos de desparasitación: • Metazoos redondos: áscaris, estrongílidos y oxiúridos. Fenbendazol (Panacur®) a dosis de 50 mg/kg PO administrado mediante una sonda rígida. Se repite la dosis a los 15 días. Al mes se vuelven a analizar las heces y si aún se detectan parásitos o huevos, se lleva a cabo una segunda desparasitación. Nunca se usan vermectinas en los quelonios debido a la toxicidad que presentan estas moléculas para ellos. • Metazoos planos: tenias y trematodos. Praziquantel (Droncit®) a dosis de 8 mg/kg PO administrado mediante una sonda rígida. A los 15 días se repite la dosis. • Microsporidios: coccidios y criptosporidios. Los coccidios son un tipo de parásitos que nosotros no hemos observado nunca en las heces de las tortugas. Los propietarios de unas Terrapene spp. llevaron a la clínica una muestra de heces (muy blandas). Dichas heces presentaban un gran número de estructuras compatibles con coccidios. En aquel caso se desparasitaron con toltrazurilo (Baycox®) (fig. 37).

191

192

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

SECUENCIA GRáFICA DE OXIúRIDOS EN HECES DE tORtUGAS DE tIERRA

Figura 5. Centrochelys sulcata. Imagen de la necropsia. Se observan numerosos nematodos de la familia de los oxiúridos en el intestino del animal.

Figura 6. Aspecto macroscópico de los parásitos del intestino de la misma tortuga de la figura 5.

Figura 7. Oxiúridos adultos en las heces de Testudo graeca. Se ven varias hembras que presentan en su interior numerosos huevos y en el centro varios oxiúridos macho de menor tamaño. Observación directa (40x).

Figura 8. Detalle de un oxiúrido macho. Son parásitos muy frecuentes en tortugas de tierra y su intestino presenta la forma característica que se señala con flecha (esófago) (100x).

Figura 9. Huevo de oxiúrido en las heces de una Testudo marginata (600x).

Figura 10. Huevo embrionado (infectivo) de oxiúrido en las heces de una Geochelone carbonaria (600x).

Figura 11. Huevo de oxiúrido en las heces de una Tortuga de las Estepas Rusas (Agrionemys horsfieldii) (600x).

Figura 12. Huevos de oxiúrido en heces de Agrionemys horsfieldii. También se observa un huevo de áscaris que se diferencia porque es más redondo y tiene una pared mucho más gruesa (200x).

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

SECUENCIA GRáFICA DE áSCARIS y EStRONGílIDOS EN HECES

Figura 13. Áscaris adulto en las heces de una Testudo spp.

Figura 14. Áscaris en los excrementos de una Tortuga Africana de Espolones (Centrochelys sulcata).

Figura 15. Huevo de áscaris en las heces de una Agrionemys horsfieldii. Presenta una pared mucho más gruesa y suele ser más redondo (600x).

Figura 16. Nematodo, larva de Strongyloides spp. (500x). Esta larva es infectiva y se suele encontrar con cierta frecuencia en las heces de serpientes.

Figura 17. Huevo embrionado de Strongyloides spp.

Figura 18. Huevo de platelminto en las heces de una Iguana iguana. No es muy frecuente encontrar estos gusanos planos en las heces de tortugas (600x).

• Los criptosporidios se han descrito en numerosas especies de tortugas (criptosporidiosis gástrica) (fig. 31), sin embargo, en los análisis coprológicos que hemos realizado en nuestra clínica nunca se han visualizado; no obstante, sí se han detectado en serpientes. La criptosporidiosis es relativamente frecuente en tortugas jóvenes, con retraso del crecimiento y, en muchas ocasiones, en individuos con problemas de calcificación (osteopenia) (figs. 32a y 32b). El único fármaco útil para controlar a los criptosporidios es la paramomicina (Humatin®), aunque recientemente se ha probado el trata-

miento con calostro hiperinmune bovino obteniéndose buenos resultados. Éste se administra mediante una sonda a una dosis de 1 ml/100 g de p.v. (la dosis es el 1% del peso del animal), cada siete días y se repite seis veces. La técnica PCR es el método más fiable para el diagnóstico de criptosporidiosis. Las muestras requeridas proceden del contenido gástrico o fecal. No obstante, existe una prueba serológica que detecta anticuerpos frente a los criptosporidios (Prospect T Cryptosporidium Microplate Assay; Remel Microbiology Products, Lenexa, KS).

193

194

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

SECUENCIA GRáFICA DE pROtOzOOS FlAGElADOS y CIlIADOS EN HECES

Figura 19. Tricomonas en las heces de una Testudo spp.; en tortugas hervíboras son redondeadas y pequeñas y suelen presentarse en concentraciones muy bajas. Si estos protozoos flagelados se presentan en gran número y tienen un tamaño mayor se recomienda tratarlos. Tinción Diff Quik® (1.000x).

Figura 20. Tricomona de gran tamaño en las heces de una tortuga de tierra con diarreas malolientes. Teñida con azul de metileno (1.000x).

Figura 21. Protozoo ciliado, Balantidium coli, en las heces de una Testudo graeca. Se puede apreciar el macronúcleo (flecha) (600x).

Figura 22. Gran número de protozoos ciliados, Nyctotherus spp., en las heces de una Testudo spp. con problemas de desnutrición crónica (100x).

Figura 23. Detalle de los cilios (flecha) de Nyctotherus spp. (1.000x).

Figura 24. Quiste de Nyctotherus spp. Se observa el opérculo (flecha) (600x).

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

SECUENCIA GRáFICA DE AMEBAS EN HECES DE tORtUGAS DE tIERRA 25

26

Figura 28. Ameba en las heces de una Testudo marginata (600x).

27

Figura 29. Quiste de Entamoeba invadens (800x).

Figuras 25-27. Secuencia gráfica del movimiento ameboide de una ameba en las heces de una Centrochelys pardalis (800x).

• Protozoos flagelados: tricomonas. Metronidazol (Flagyl®) a dosis de 125 mg/kg PO administrado mediante una sonda rígida. La dosis se repite a los 15 días. El tratamiento de las tricomonas es muy cuestionado en las tortugas de tierra, ya que se consideran saprófitas y

ayudan a digerir los nutrientes. Sin embargo, en los casos de tortugas con diarreas profusas o muy malolientes que presenten un gran número de estos parásitos en las heces, se recomienda su tratamiento para disminuir la concentración de protozoos en el intestino. Cuando no responde el tratamiento con metronidazol en el control de las tricomonas, se utiliza la paromomicina (Humatin®) a dosis de 35 a 100 mg/kg PO cada 24 horas durante 10 días seguidos. Se administra el fármaco mediante sonda rígida directamente en el estómago o bien con la comida en el caso de tortugas de gran tamaño (Centrochelys spp.) de tal manera que ingieren las cápsulas de Humatin® enteras mezcladas con el alimento.

195

196

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

SECUENCIA GRáFICA DE MICROSpORIDIOS: COCCIDIOS y CRIptOSpORIDIOS

Figura 30. Microsporidios en las heces de una Terrapene carolina con diarreas (1.000x).

Figura 31. Criptosporidiosis gástrica, Centrochelys pardalis.

Figura 32a. Necropsia de la tortuga Centrochelys pardalis con criptosporidiosis. El animal padecía osteopenia (parecía de goma).

Figura 32b. Cría de tortuga de tierra con osteopenia.

SECUENCIA GRáFICA DE HONGOS EN HECES DE tORtUGA DE tIERRA Figura 34. Crecimiento  de hongos filamentosos en una Testudo spp. con anemia crónica no regenerativa. El animal había sido tratado durante dos meses con antibióticos y desarrolló una micosis digestiva. Tinción con lugol (1.000x).

Figura 33. Estructuras fúngicas compatibles con levaduras (cándidas) en las heces de una tortuga de tierra con anorexia y diarreas crónicas (1.000x).

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

Figura 35. Técnica de flotación de las heces con sulfato de zinc para concentrar parásitos y sus formas de resistencia.

Figura 36. Imagen tomada de una flotación con sulfato de zinc de heces de una Testudo marginata (500x). Se observan numerosos huevos de oxiúridos.

• Protozoos ciliados: Nyctotherus spp. y Balantidium coli. Este tipo de parásitos unicelulares ciliados se encuentran con mucha frecuencia en los análisis de heces directos realizados a tortugas terrestres herbívoras. No se suele dar importancia a la presencia de estos microorganismos, ya que se describen en la literatura como parte integrante de la flora microbiana normal de los quelonios. Ayudan a digerir la celulosa de los vegetales que ingiere la tortuga. El autor únicamente tuvo un caso en el que trató a un animal que presentaba heces muy pastosas y mal digeridas. Para su tratamiento se utiliza metronidazol a dosis de 125 mg/kg PO y se repite a los 15 días. Para más información sobre este parásito se puede consultar la siguiente dirección: http://www.tortoisetrust.org/articles/balantidium.htm • Amebas. La presencia de estos parásitos, según nuestra experiencia, siempre es indicativa de patología intestinal. A menudo, animales con retraso en el crecimiento, mala digestión, malabsorción, presencia de alimento no digerido en las heces, etc. muestran amebiasis intestinal. Las amebas se

tratan con paromomicina (Humatin®) a dosis de 50 mg/kg PO durante 10 días consecutivos, aunque en la bibliografía existe una gran variedad de dosificaciones que oscilan entre los 35-100 mg/kg. Posteriormente, se analizan las heces del reptil en dos o más ocasiones para cerciorarnos de la eliminación total de estos parásitos. • Hongos filamentosos y levaduras. Aunque en este capítulo se explican y muestran los parásitos intestinales más comunes en quelonios, se considera, según estudios genéticos actuales, que los microsporidios descritos anteriormente forman parte del reino de los hongos. Es común ver en heces de tortugas estructuras compatibles con estos agentes (figs. 33 y 34). Suelen proliferar en animales que están muy debilitados o cuando han sido tratados mucho tiempo con antibióticos (tratamientos crónicos de más de dos semanas). El tratamiento en el caso de visualizar un gran número de estructuras fúngicas en heces frescas consiste en ketoconazol (Panfungol®) a dosis de 20 mg/kg PO cada 24 horas, o nistatina (Mycostatin®) a dosis de 100.000 UI/kg PO cada 24 horas (fig. 38).

197

198

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

OBSERVACIONES Los parásitos intestinales en quelonios son uno de los problemas más comunes que encontramos en estas mascotas. En la naturaleza, la mayor parte de los animales tienen un cierto grado de parasitismo intestinal, sin que esto influya es su crecimiento, en la absorción de nutrientes, o cause otras complicaciones. Se recomienda explicar al propietario de una tortuga o de un grupo de tortugas que los parásitos se deben eliminar o mantener controlados de alguna manera. En condiciones de libertad, el animal no tiene límites de espacio, por lo que suele alimentarse, defecar y dormir en distintos sitios. De esta manera, es difícil que una tortuga se infecte con los huevos o quistes de parásitos que elimina ella misma en las heces. Por el contrario, cuando un animal vive en un terrario o en un área cerrada, las zonas de alimentación, de descanso, donde toma el sol, orina y/o defeca, se encuentran muy próximas entre sí. Si la higiene no es muy escrupulosa, aumenta la posibilidad de que ingieran los parásitos eliminados en las heces y la orina. La mayoría de los parásitos descritos son de ciclo directo, es decir, el animal los ha excretado en las heces y posteriormente los ha ingerido de nuevo con la comida cerrando el ciclo. Los áscaris se presentan comúnmente en los animales que viven en jardines o terrazas, donde hay gasterópodos que son los hospedadores intermediarios de estos vermes. Numerosas tortugas de tierra (géneros Testudo, Geochelone, Agrionemys y Centrochelys) y semiacuáticas (Terrapene y Cuora) se alimentan alguna vez de caracoles o babosas (que les proporciona una fuente proteica), hecho que facilita la infección por áscaris de estos reptiles.

Figura 37. Toltrazurilo (10 mg/kg PO durante 5 días consecutivos).

Figura 38. Nistatina (100.000 UI/kg PO cada 24 horas durante 10 días)*.

Para los interesados en profundizar en este tema, el autor recomienda un libro de bolsillo muy práctico y didáctico, con numerosas imágenes de parásitos en reptiles: Schneller Paul, Pantchev nycola. Parasitology in Snakes, Lizards and Chelonians. Edition Chimaira. 2008 (fig. 46).

* La presentación vía oral de estos productos (metronidazol, nistatina y ketoconazol) debe realizarse mediante formulación farmacológica, en nuestro caso nos la proporciona la Farmacia Perpetuo Socorro de Granada (http://www.farmagranada.com/).

Figura 46. Libro que recomendamos para la identificación de los parásitos externos e internos más comunes en la clínica diaria de reptiles y anfibios.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

SECUENCIA GRáFICA DE FAlSOS pARáSItOS EN HECES DE tORtUGAS tERREStRES

Figura 39. Polen.

Figura 40. Semillas de plátano.

Figuras 41. Estructura fúngica que proviene del sustrato.

Figura 42. Probablemente se trate de hongos del género Fusarium spp.

Figura 43. Estructura vegetal.

Figura 44. Célula vegetal.

Figura 45. Polen.

199

200

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

CASO ClíNICO 44

Amebiasis intestinal en un Varano de la Sabana (Varanus exanthematicus)

RESEñA DEl pACIENtE Especie

Varano de la Sabana (Varanus exanthematicus).

Edad

Joven.

Sexo

Macho.

Motivo de la consulta

El animal intenta defecar y no puede. Ha dejado de comer.

 Figura 1. Patricio, Varanus exanthematicus, macho.

HIStORIA ClíNICA Patricio es un varano (Varanus exanthematicus) que vive solo en un terrario de dimensiones apropiadas (160 × 60 × 60 cm) y condiciones ambientales adecuadas, temperatura diurna de 28 a 32 °C y nocturna 22 a 25 °C. En el terrario tiene un recipiente grande con agua que se limpia una vez a la semana. Patricio suele meterse a menudo y defecar en el agua. Se alimenta una vez cada 7-10 días a base de ratones muertos. Se expone a la luz solar directa en verano y en invierno activan un fluorescente instalado en el terrario que emite un 5% de radiación ultravioleta B. Nunca ha sido visitado por un veterinario, pero el propietario se ha documentado correctamente sobre el hábitat y las condiciones de mantenimiento del animal (fig. 1).

Figura 2. Hemipene prolapsado del varano tras hacer esfuerzos para defecar.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

SíNtOMAS ClíNICOS El animal no defeca desde hace tres semanas y ha perdido el apetito (hace 15 días que no come). Intenta eliminar las heces, levanta la cola y el tercio posterior, pero solo prolapsa los hemipenes en el intento (fig. 2). Otro síntoma clínico relevante es la pérdida de peso.

EXplORACIÓN DEl ANIMAl El varano manifiesta dolor a la palpación abdominal, además se aprecia una masa dura en la zona media del abdomen caudal. El animal está alerta e intenta morder cuando exploramos este área. Los ojos, la boca y el resto del cuerpo están aparentemente normales, sin alteraciones destacables. Peso del animal: 900 gramos.

Figura 3. Radiografía DV. Se aprecia una zona radiodensa en el abdomen caudal (círculo) que se corresponde con el colon impactado por retención de heces, mucosa inflamada y material fibrinoso. En la zona media del cuerpo se ve una estructura ovalada que se corresponde con el corazón y los grandes vasos (flecha verde).

DIAGNÓStICO DIFERENCIAl • Cuerpo extraño en intestino grueso. • Inflamación/infección del intestino grueso: enteritis bacteriana, fúngica o parasitaria. • Inflamación/infección de los cuerpos grasos celómicos. • Cálculo vesical. • Neoplasia/aumento de tamaño de algún órgano de la cavidad celómica (bazo, testículo, vejiga).

pRUEBAS COMplEMENtARIAS DE EXplORACIÓN Se realizaron radiografías con proyecciones dorsoventral (DV) y laterolateral (LL) (figs. 3 y 4); también se efectuó una analítica sanguínea y un análisis coprológico con el material extraído mediante masaje y estimulación de la zona cloacal con un termómetro lubrificado.

Figura 4. Radiografía LL. Se aprecia una zona radiodensa en el abdomen caudal (círculo) que se corresponde con el colon impactado por retención de heces, mucosa inflamada y material fibrinoso.

DIAGNÓStICO FINAl Tras evaluar las pruebas complementarias, se diagnosticó una amebiasis intestinal (fig. 5). La masa radiodensa, que se observa en la zona caudomedial de la cavidad celómica, corresponde a la mucosa inflamada y engrosada del colon, junto con material fibrinopurulento resultado de la infección por amebas y tricomonas. A los cinco días del inicio del tratamiento, se observa la expulsión de parte de este contenido fecal fibrinocaseoso-hemorrágico (figs. 6 y 7). A partir de este momento el animal mejora su actividad, recupera el apetito y se le da el alta con medicación vía oral para que el propietario se la administre en casa.

Figura 5. Examen coprológico. Se observa la presencia de estructuras compatibles con amebas (400x).

201

202

CASOS CLÍNICOS DE ANIMALES EXÓTICOS

REPTILES

Figura 6. Momento en el que el varano expulsa parte del material retenido en el colon.

Figura 7. Detalle del contenido fecal expulsado con fibrina y sangre.

TRATAMIENTO Y SEGUIMIENTO DEL CASO

OBSERVACIONES

El varano se trata con lactulosa (Duphalac®) y paramomicina vía oral a dosis de 50 mg/kg cada 24 horas durante 10 días (fig.  8). Se le trata con baños de agua tibia cada 24 horas (fig. 9) y se alimenta, mediante una sonda rígida, con papilla Royal Canin Instant Diet® (fig. 10) cada 48 horas. Se realizan masajes abdominales y se introduce un termómetro (lubricado con productos tipo K-Y Jelly®) (fig. 11) por la cloaca para favorecer y estimular la defecación (figs. 12 y 13).

Las amebas son parásitos unicelulares que pueden parasitar un sinfín de especies animales. En nuestra casuística, varanos, gecos, iguánidos y sobre todo tortugas de tierra son los animales que hemos visto alguna vez parasitados con amebas. Ante animales que presenten heces muy pastosas, con alimento mal digerido o malolientes hay que pensar siempre en la posibilidad de que se trate de un problema asociado a amebiasis intestinal. El hecho de que a veces solo se eliminan formas de resistencia (quistes) de las amebas o se excretan con las heces de forma intermitente, puede hacer que un único examen coprológico no las detecte. Por este motivo, es recomendable realizar varios análisis de heces antes de descartar este parásito y de este modo tratar a los animales correctamente para evitar reinfecciones. En este caso, se infectó probablemente con el alimento, pero el recipiente con agua sucia de las propias deyecciones del animal, seguramente contribuyó a una infección mayor. En caso de parasitosis intestinales, se debe mantener una higiene estricta del sustrato y del agua de bebida de los animales, así como eliminar diariamente las heces.

| Figura 9. Es importante resaltar la necesidad de hidratar y calentar a los reptiles mediante baños de agua tibia para acelerar el tránsito intestinal.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

Inicialmente se sospechó de una obstrucción intestinal, por lo que se planteó al propietario una enterotomía para resolver el problema, sin embargo el estudio de las heces, que logramos extraer mediante masajes con un termómetro en el recto, evidenció la presencia de amebas. Una vez administrado el tratamiento, el animal defecó en uno de los baños, y mediante endoscopía se confirmaron las lesiones de la mucosa del colon y la eliminación de la masa que obstruía el aparato digestivo.

Figura 12. Masaje de la cloaca, coprodeo y zona rectal, con ayuda de un termómetro lubricado con vaselina o lubricante tipo K-Y Jelly®. También podemos usar hisopos con algodón, previamente lubrificados, para estimular la defecación.

Figura 8. Tratamiento de elección en casos de amebiasis intestinal, Humatin® (paromomicina).

Figura 13. Recogida del material extraído mediante masajes para su estudio coprológico.

Figura 10. Papilla con la que alimentamos por sonda al varano para su recuperación.

Figura 11. Lubricamos el termómetro con lubricantes hidrosolubles del tipo K-Y Jelly® o vaselina en tubo.

203

204

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

CASO ClíNICO 45

Hepatitis necrosante en un Dragón Barbudo (Pogona vitticeps)

RESEñA DEl pACIENtE Especie

Dragón Barbudo (Pogona vitticeps).

Edad

6 meses.

Sexo

Macho.

Motivo de la consulta

El animal se muestra muy apático y postrado. Se encuentra en cuarentena para su posterior introducción en un grupo de cría.

HIStORIA ClíNICA

EXplORACIÓN DEl ANIMAl

Se trata de un Dragón Barbudo juvenil que ha sido adquirido en una feria de reptiles (fig. 1). El animal fue comprado a un criador extranjero, por lo que no se puede obtener la información sobre el estado de salud de los demás animales de la misma camada o grupo vendidos durante el mismo fin de semana. La propietaria posee un grupo de cría y ha adquirido este nuevo saurio como reproductor para renovar la “sangre”. Desde un inicio, el animal se mantuvo aislado en un terrario aparte donde se mostró poco activo e inapetente. Fue perdiendo peso progresivamente. En el momento de la visita al veterinario el animal se encontraba moribundo.

Externamente no se detectan lesiones ni signos de enfermedad, a excepción de una marcada caquexia y un tono amarillento del animal. Se extrae una muestra de sangre de la vena caudal ventral para realizar una analítica sanguínea. El animal fallece a las pocas horas de ser visitado y hospitalizado. Se realiza la necropsia para determinar la causa de su muerte (figs. 2-4).

SíNtOMAS ClíNICOS En el examen clínico se observa su baja condición corporal acompañada por signos de deshidratación severa. El saurio no responde prácticamente a los estímulos externos y muestra una marcada disnea inspiratoria.

 Figura 2. Exposición de los órganos internos tras la sección de la piel ventral. Se aprecia el hígado pálido y de grandes dimensiones. Figura 3. Detalle de la  hepatomegalia y la lipidosis hepática. El ventrículo cardiaco se observa delante de la zona craneal del hígado. En estas especies el corazón se sitúa muy craneal (entre las dos extremidades anteriores). Figura 1. Pogona vitticeps juvenil en su terrario.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

DIAGNÓStICO DIFERENCIAl El análisis de sangre indica que se trata de una hepatitis grave (elevación de los valores normales de GOT, LDH y CK) y de una infección sistémica (heterofilia y aspecto anormal de los eritrocitos los cuales se encuentran muy vacuolizados) (figs. 5-7). Los resultados de la necropsia del animal revelan una marcada hepatomegalia, además, el hígado está muy pálido (figs. 2 y 3). El resto de órganos son macroscópicamente normales (fig. 4).

pRUEBAS COMplEMENtARIAS DE EXplORACIÓN El protocolo diagnóstico consiste en un hemograma (leucocitosis con heterofilia) y en una bioquímica (elevaciones de GOT, LDH y CK). Se realizan improntas de diversos órganos (hígado, riñón y corazón) y se extrae material del intestino para su estudio directo en el microscopio óptico. En el contenido intestinal no se detectan parásitos. Las improntas se tiñen con tinción rápida Diff Quik® y se analizan al microscopio (figs. 8-11). Se guardan muestras de los distintos órganos internos para su estudio histopatológico.

N

N T

Lg

Lp

T Figura 5. Se observan numerosos eritrocitos con vacuolas en su citoplasma (alteración característica de animales con viremia). Se diferencian dos heterófilos (N), un linfocito grande (Lg), un linfocito pequeño (Lp) y trombocitos (T).

Ei T

T

Ei

Figura 6. Grupo de trombocitos (T) y eritrocitos inmaduros (Ei) con una gran vacuola en el citoplasma que deforma la célula. Lg M

N Lp N N Figura 4. Órganos de la cavidad celómica. En la parte superior de la imagen se observa el estómago de color blanquecino, el pulmón izquierdo en el margen inferior derecho y la gónada (el testículo) de color claro en el centro. También se aprecia la membrana celómica de color muy oscuro por la presencia de melanocitos (muy común en saurios).

Lp

Figura 7. Se aprecian heterófilos de aspecto y tamaño normal (N), un monocito (M), un linfocito grande reactivo (Lg) y unos linfocitos pequeños (Lp).

205

206

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

B

Figura 8. Improntas de hígado sobre un portaobjetos para su estudio al microscopio óptico.

Figura 9. Se aprecia un grupo “nido” de estructuras compatibles con bacterias (B). Se observan numerosos microorganismos por toda la impronta. En el centro se distingue un eritrocito y en el fondo numerosas vacuolas, probablemente de lípidos almacenados en los hepatocitos.

Figura 10. Hepatocitos con vacuolas en su citoplasma compatibles con depósitos de grasas.

Figura 11. Presencia de múltiples estructuras compatibles con bacterias en toda la preparación (flechas). Se observan cuatro hepatocitos llenos de vacuolas con pérdida de su estructura microscópica normal.

DIAGNÓStICO FINAl Las improntas de hígado indican la presencia de una hepatitis bacteriana y de una lipidosis hepática (figs. 9-11). Se observan numerosas estructuras compatibles con bacterias libres en la impronta del hígado, aunque también se pueden encontrar células repletas de estos microorganismos. Ante la sospecha de una hepatitis infecciosa, se envían las muestras conservadas en formol tamponado al 10% para su estudio histopatológico. El resultado concluye que se trata de una hepatitis necrotizante multifocal aguda (de moderada a grave) con

microtrombosis grave, embolismo bacteriano y fagocitosis de bacterias, cuerpos de inclusión intranucleares en el epitelio biliar y en los hepatocitos compatibles con un adenovirus.

tRAtAMIENtO y SEGUIMIENtO DEl CASO Se instaura un tratamiento mediante antibioterapia (ceftazidima), fluidoterapia intracelómica, hepatoprotectores (silimarina) y alimentación forzada. Sin embargo, a las pocas horas de su ingreso el saurio muere.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

OBSERVACIONES La propietaria actuó adecuadamente al realizar una correcta cuarentena, en un terrario a parte, incluso en otra sala, lo que evitó que la infección por adenovirus se contagiara al resto de animales. Es muy importante en cualquier colectividad de animales, realizar cuarentenas antes de introducir nuevos animales en grupos estables y controlados sanitariamente. La infección por adenovirus en reptiles produce una hepatitis necrosante, caracterizada por la presencia de cuerpos

de inclusión intranucleares mayoritariamente basófilos en los hepatocitos (figs. 12 y 13). En el caso descrito, el paciente presentaba una necrosis hepática con cuerpos de inclusión compatibles con adenovirus. Para poder verificar que los cuerpos de inclusión pertenecen a partículas víricas de la familia Adenoviridae se requieren estudios de microscopía electrónica y PCR (laboratorio: http://www.laboklin.de/).

Figura 12. Preparación histológica del hígado del saurio (hematoxilina/eosina). Se aprecia una hepatitis necrotizante multifocal aguda (moderada a grave) con microtrombosis grave, embolismo bacteriano y fagocitosis de bacterias. Cuerpos de inclusión intranucleares en el epitelio biliar y en los hepatocitos. Imagen cedida por Carles Juan-Sallés, LV, Dipl. ACVP, patólogo de animales exóticos, salvajes y parques zoológicos.

Figura 13. Detalle de los cuerpos de inclusión intranucleares basófilos (flechas) indicativos de infección sistémica por adenovirus (800x). Imagen cedida por Carles Juan-Sallés, LV, Dipl. ACVP, patólogo de animales exóticos, salvajes y parques zoológicos.

207

208

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

anfibios

CASO ClíNICO 46

Absceso en una Salamandra Tigre Americana (Ambistoma tigrinum)

RESEñA DEl pACIENtE Especie

Salamandra Tigre Americana (Ambistoma tigrinum).

Edad

3 años.

Motivo de la consulta

Presencia de una zona abultada en la cola.

HIStORIA ClíNICA

DIAGNÓStICO DIFERENCIAl

Acude a la consulta una Salamandra Tigre Americana adulta de 3 años de edad (fig. 1). El animal vive en un terrario con temperatura controlada (27 ºC) y humedad relativa en torno al 90%. Se alimenta a base de insectos y gusanos tenebrio (Tenebrio molitor) y zophobas (Zophobas morio), además una vez a la semana le dan de comer crías de ratón sin pelo (fig. 6).

• Infección de la piel: absceso bacteriano por Pseudomonas spp., Staphylococus spp. u otras bacterias. • Infección del tejido subcutáneo: granuloma bacteriano o fúngico. • Micobacteriosis.

SíNtOMAS ClíNICOS Hace dos semanas los propietarios le detectan una herida en la cola. Es una zona abultada que con los días se llega a ulcerar y aumenta de tamaño poco a poco. El animal mantiene el apetito y no manifiesta ningún otro síntoma de enfermedad (figs. 1, 3 y 4).

EXplORACIÓN DEl ANIMAl El anfibio pesa más de 200 gramos. En este caso está sobrealimentado. Excede en más de 50 gramos el peso estándar de esta especie (fig. 2). Tiene una lesión circular de unos 8 mm de diámetro en la zona de la cola que está ulcerada y tiene aspecto de absceso.

Figura 2. Ambistoma tigrinum, individuo en su peso ideal.

Figura 1. Ambistoma tigrinum, individuo con sobrepeso.

Figura 3. Detalle de la lesión de la cola.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

Figura 4. El animal se pesa para calcular la dosis de antibiótico. Peso: 202 gramos.

Figura 5. Detalle de la cola una vez que se limpia la herida ulcerada y se trata con pomada Silvederma®.

pRUEBAS COMplEMENtARIAS DE EXplORACIÓN Se realiza un análisis de sangre del animal y un cultivo del material purulento y de la cápsula del absceso una vez vaciado el pus. También se hace una extensión sobre un porta con el material extraído del absceso, donde se observan gran cantidad de células inflamatorias y bacterias (figs. 7 y 8). El análisis sanguíneo indica una cierta leucocitosis (aumento de los eosinófilos principalmente) (figs. 9-15) y la bioquímica sérica muestra un aumento de los niveles de colesterol y triglicéridos. El cultivo no revela ningún crecimiento de microbios patógenos. En numerosas ocasiones, los cultivos de lesiones cutáneas no dan un crecimiento de un microbio concreto, por ello nos apoyamos en los resultados de todos los análisis complementarios para decidir el tratamiento a seguir.

Figura 7. Impronta de la lesión. Se observan numerosas bacterias de diferentes tamaños. Tinción Diff Quik® (1.000x).

Figura 6. Dieta habitual de la  salamandra. Una o dos veces por semana los propietarios le dan de comer crías de ratón sin pelo.

DIAGNÓStICO FINAl Tras la exploración durante la limpieza y desinfección de la masa de la cola y, teniendo en cuenta el resultado del hemograma, se diagnostica un absceso bacteriano.

Figura 8. Impronta de la lesión. Se observan numerosas bacterias, un eritrocito y un monocito. Tinción Diff Quik® (1.000x).

209

210

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

anfibios

SECUENCIA GRáFICA DE IMáGENES DEl FROtIS SANGUíNEO DEl URODElO

Figura 9. Eosinófilos. Los leucocitos en esta especie son fácilmente identificables. Además, en general, los anfibios suelen tener las células sanguíneas de gran tamaño. Tinción Diff Quik® (1.000x).

Figura 10. Detalle de un heterófilo. Tinción Diff Quik® (1.000x).

Figura 11. Monocito. Tinción Diff Quik® (1.000x).

Figura 12. Heterófilo y eosinófilo. Tinción Diff Quik® (1.000x).

Figura 13. Linfocito a la izquierda de la figura y heterófilo a la derecha. Tinción Diff Quik® (1.000x).

Figura 14. Detalle de un eosinófilo. Tinción Diff Quik® (1.000x). Figura 15. Detalle ampliado del linfocito grande y el linfocito pequeño. Tinción Diff Quik®. 

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

tRAtAMIENtO y SEGUIMIENtO DEl CASO

OBSERVACIONES

Se procede a la limpieza de la zona afectada con povidona yodada diluida. Posteriormente, colocamos en la herida pomada Silvederma® (fig. 5). Se trata al animal con inyecciones intramusculares de amikacina en la zona de la musculatura dorsal de la cola, a dosis de 5 mg/kg cada 48 horas. El tratamiento se aplica durante 15 días y revisamos al animal a los 15 y 30 días. La salamandra responde correctamente al tratamiento y recibe el alta al mes de la primera visita (figs. 16 y 17).

Los anfibios se pueden tratar de la misma manera que otras especies animales, aunque son animales que desarrollan gran parte de las enfermedades por unas malas condiciones de manejo. Hay muy poca bibliografía sobre enfermedades y tratamientos en anfibios, por lo que recomendamos como libros de lectura los mencionados en el caso 50. Damos a continuación una serie de direcciones de páginas web que pueden ser de utilidad. http://www.amphibianark.org/ http://www.arav.org/ http://www.amphibians.org/ http://www.vertebradosibericos.org/anfibios/listaanfibios.html/

 Figura 17. Salamandra recuperada. Se recomienda controlar la dieta del animal para evitar su sobrepeso.

Figura 16. Detalle de la cola.  Animal recuperado tras el tratamiento. El absceso se ha reducido y solo se aprecia un pequeño punto, vestigio de la antigua lesión.

211

212

Casos ClíniCos de animales exótiCos

reptiles

Caso ClíniCo 47

Parásitos intestinales en diferentes especies de saurios

Reseña de los paCientes Especie

Iguánidos (Iguana iguana, Basiliscus spp., Sceloporus spp., Sauromalus spp., etc.). Agámidos (Uromastyx spp., Pogona vitticeps, Agama spp., etc.). Gecónidos (Eublepharis macularius, Geco geco, Phelsuma spp., etc.). Camaleónidos (Chamaeleo calyptratus, Furcifer pardalis, Chamaeleo senegalensis, etc.). Varánidos (Varanus exanthematicus, Varanus niloticus y Varanus spp.).

Motivo de la consulta

Primera revisión de los animales tras su adquisición como mascota.

HistoRia ClíniCa

exploRaCión de los animales

En la primera revisión de un saurio se suele realizar un análisis directo de heces al microscopio óptico. Es muy común observar parásitos intestinales en las heces de los lagartos. La anamnesis de un animal recién adquirido no suele aportar mucha información del animal en sí, pero permite saber si el reptil vive en unas condiciones adecuadas y si se encuentra bien alimentado.

En la primera visita de un lagarto a la clínica veterinaria, es conveniente realizar una exploración completa del animal. Se debe inspeccionar la piel del cuello, de las extremidades, las zonas axilares e inguinales y la cola, para descartar la presencia de parásitos externos (garrapatas o ácaros). También se observa la cavidad oral (fig. 19), la zona anal y el tronco. Se debe comprobar el estado de los párpados o de los espéculos, ya que algunos lagartos, como la mayoría de los gecónidos, carecen de párpados en sus ojos y tienen una estructura transparente denominada espéculo.

síntomas ClíniCos Debido a la gran variedad de especies de saurios que se visitan en la clínica, se pueden observar heces de un aspecto muy variado. Desde heces muy oscuras a otras de colores más claros, heces blandas (p. ej. las de los Phelsumas que consumen frutas), heces muy compactas (p. ej. los saurios que comen insectos), otras muy malolientes (las heces de los saurios carnívoros), etc. Es importante familiarizarse con el aspecto normal de los excrementos de las distintas especies de saurios que se suelen visitar, para poder valorar correctamente el aspecto macroscópico de estos excrementos (figs. 1-18).

Figura 1. Geco Leopardo (Eublepharis macularius). El animal muestra signos de caquexia y presenta unas heces muy blandas.

diaGnóstiCo diFeRenCial Enteritis o gastroenteritis por gusanos redondos o planos. Enteritis o gastroenteritis por protozoos. Enteritis o gastroenteritis bacteriana. Enteritis o gastroenteritis por microsporidios (criptosporidios o coccidios). • Enteritis o gastroenteritis vírica o fúngica. • Enteritis o gastroenteritis por ingestión de cuerpo extraño. • • • •

Figura 2. Se observa la presencia de oxiúridos (gusanos redondos de pequeño tamaño) en las heces (flechas).

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

Figura 3. Análisis coprológico del Geco Leopardo. Se aprecia un huevo embrionado (infectivo) de oxiúrido.

Figura 4. Chamaeleo rudis. El animal presenta el ojo izquierdo ligeramente hinchado. Se le realiza un examen completo y un análisis coprológico de las heces.

Figura 5. Detalle de las heces del camaleón. Se aprecia una parte oscura que se corresponde con el material fecal y una parte más dura y blanca que se corresponde con los uratos.

Figura 6. Huevos de parásitos observados en las heces del camaleón, probablemente se trate de estrongílidos (huevos embrionados con la larva en su interior) (100x).

Figura 7. Pogona vitticeps. El animal se muestra debilitado, con una marcada caquexia y una reducción de su masa muscular.

Figura 8. Las heces son verdosas y blandas, acompañadas por cantidad abundante de orina de aspecto gelatinoso y ligeramente rosado.

O

P

Figura 9. En el análisis de las heces de la pogona se observan huevos de oxiúrido (O) y de platelminto (P).

Figura 10. Varanus exanthematicus.

213

214

reptiles

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

a

Figura 11. Heces blandas y malolientes del animal mostrado en la figura 10.

b

Figura 12a. Escólex del platelminto que eliminó el varano tras el tratamiento con praziquantel (40x). Figura 12b. Huevos de la tenia del varano (400x).

13

14

15

Figura 13. Uromastyx spp. Se aprecia un excremento con su parte oscura (heces) y su fracción blanca (uratos) en un animal sano sin parásitos intestinales. Figura 14. Heces con consistencia blanda de Uromastyx spp. intensamente parasitado por amebas. Figura 15. Amebas en heces de Uromastyx spp. (1.000x).

16

17

18

Figura 16. Geco de Madagascar. En su primera visita de control se recogen muestras de heces para su estudio coprológico. Figura 17. Huevo de oxiúrido observado en las heces del Geco de Madagascar (200x). Figura 18. Larva libre de nematodo en las heces del Geco de Madagascar (400x).

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

pRUEBAS COMplEMENtARIAS DE EXplORACIÓN Un simple análisis directo de las heces del saurio suele ser la mejor manera de detectar la presencia de parásitos intestinales o sus formas de resistencia/infectivas, quistes o huevos. Además, la presencia de levaduras u hongos filamentosos, protozoos flagelados y/o ciliados, amebas, quistes y/o huevos, estructuras compatibles con coccidios o criptosporidios, puede indicar el tratamiento a seguir para eliminar o disminuir la presencia de estos microbios en el tubo digestivo del animal. A continuación se muestran toda una serie de imágenes (figs. 19-51) en las que se pueden diferenciar fácilmente los parásitos, los huevos y los quistes más frecuentes en la observación directa de heces de lagarto.

SECUENCIA GRáFICA DE HUEVOS DE OXIúRIDO EN HECES DE DIFERENtES ESpECIES

Figura 20. Iguana iguana.

Figura 21. Physignathus spp.

Figura 19. Oxiúrido localizado en la boca de un Eublepharis macularius. Imagen realizada con un endoscopio rígido utilizando una lente Hopkins Storz 30° de 4 mm de diámetro y 18 cm de longitud.

Figura 22. Camaleón del Yemen.

Figura 24. Sceloporus spp. caquéctico con abscesos en las extremidades.  Figura 25. El examen fecal revela la presencia de huevos de nematodo (especie sin determinar) (600x).

Figura 23. Pogona vitticeps.

215

216

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

tRAtAMIENtO El tratamiento variará en función del parásito detectado en las heces y de la condición física en la que se encuentra el saurio en el momento de ser explorado. Protocolos de desparasitación: • Metazoos redondos, nematodos I: áscaris, estrongílidos, rabdiformes y oxiúridos. Fenbendazol (Panacur®) a dosis de 50 mg/kg PO administrado mediante una sonda rígida. Se repite el tratamiento a los 15 días. Al mes se vuelven a analizar las heces y si aún se detectan parásitos o huevos se realiza otra desparasitación. • Nematodos II. En los casos en los que los gusanos redondos no se eliminan correctamente con el fenbendazol, se usa la ivermectina (Ivomec®) a dosis de 200-400 µg/kg y se repite a los 15 días. Si además de los nematodos en las heces se detectan parásitos externos, se utiliza como primera opción la ivermectina. No se recomienda su uso en escincos ni en saurios de reducido tamaño (ni en tortugas).

Figura 26. Huevo embrionado de estrongílido en las heces de un camaleón. Se aprecia la larva en su interior.

Figura 29. Se observan nematodos pulmonares que suelen afectar a lagartos y a anfibios.

• Metazoos planos: tenias y trematodos. Praziquantel (Droncit®) a dosis de 8 mg/kg PO, administrado mediante una sonda rígida. Se repite el tratamiento a los 15 días. • Protozoos flagelados I: tricomonas. Metronidazol (Flagyl®) a dosis de 125 mg/kg PO, administrado mediante una sonda rígida. Se repite el tratamiento a los 15 días. La terapia frente a tricomonas es muy cuestionada en saurios herbívoros, ya que se consideran comensales y ayudan a digerir los nutrientes. Sin embargo, la presencia de tricomonas en las heces de varanos, gecos, camaleones y varias especies de agámidos indica una infestación digestiva y se recomienda su tratamiento. • Protozoos flagelados II: tricomonas. Cuando no funciona el tratamiento con metronidazol para el control de tricomonas se utiliza la paromomicina (Humatin®) a dosis de 35-100 mg/kg PO cada 24 horas durante 10 días. El fármaco se administra mediante una sonda rígida o mezclado con el alimento.

Figura 27. Larvas libres y numerosos huevos infectivos de estrongílidos en las heces de una serpiente con diarreas (Lampropeltis getulus).

Figura 30. Huevos embrionados de los nematodos encontrados en la Rana Australiana (100x).

Figuras 28. Detalle de un pulmón con fases adultas de Rhabdia spp. en una Rana Australiana, (Litoria caerulea).

Figura 31. Nematodo  en la pared costal de un Varano del Nilo (Varanus niloticus).). Normalmente no se detectan fases adultas de estos nematodos en las heces de los animales infestados, pero se pueden observar sus formas de resistencia o huevos en un examen coprológico.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS Y PARASITARIAS

32

33

Figuras 32-33. Filarias subcutáneas en Furcifer pardalis. El animal había sido adquirido recientemente en una tienda (provenía de una partida de camaleones importados de Madagascar).

Figura 34. Tenias en el sustrato del terrario y en las heces de una Python regius.

Figura 35. Necropsia de una Tiliqua scincoides. En el interior de la cavidad celómica se aprecia una estructura compatible con un platelminto.

a

Figura 36. Detalle del platelminto encontrado en el interior del escinco.

b

Figura 37a. Huevos de platelminto hallados en las heces de una Iguana iguana (300x). Figura 37b. Detalle del huevo de platelminto. En su interior se observan los cuatro ganchos con los que el parásito se fija a la mucosa intestinal (800x).

• Protozoos ciliados: Nyctotherus spp. y Balantidium coli. Este tipo de parásitos unicelulares ciliados se observan con poca frecuencia en los análisis de heces directos de los saurios que se tienen como mascotas. No se suele dar ninguna importancia a la presencia de tales protozoos, ya que están descritos como parte integrante de la flora microbiana normal de los reptiles herbívoros y ayudan a digerir la celulosa de los vegetales que ingiere el animal (ver figuras en el caso 43). • Amebas. La presencia de estos parásitos es indicativa de patología intestinal. A menudo, en animales con retraso del crecimiento, mala digestión, presencia de alimento no digerido en las heces, caquexia, etc., se puede diagnosticar una amebiasis

intestinal. Las amebas se tratan con paromomicina (Humatin®) a dosis de 50 mg/kg PO durante 10 días consecutivos. Posteriormente, se deben analizar las heces del reptil en varias ocasiones para asegurar la eliminación total de estos parásitos. • Coccidios intestinales. Los camaleones y las Pogonas spp., son reptiles propensos a padecer infecciones intestinales por coccidios. Eimeria spp. es el principal coccidio que se encuentra en sus heces. Inicialmente se tratan con sulfamidas como el trimetoprim sulfametoxazol (Septrin pediátrico®) a dosis de 30 mg/kg PO cada 24 horas durante 7 días (fig. 52). Si no se eliminan los coccidios con este tratamiento, se usa el toltrazurilo (Toltrazuril®) a dosis de 10 mg/kg PO cada 24 horas durante 5 días.

217

218

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

Figura 38. Necropsia de una Iguana Verde de edad avanzada que falleció como consecuencia de una enfermedad hepática. En la necropsia se aprecian gusanos planos en el interior del tubo digestivo.

Figura 39. Platelmintos extraídos del intestino de la iguana.

a

b

Figura 40. Tenias de la iguana en un tubo de recogida de muestras. Figuras 41a y 41b. Coccidios en heces de un Camaleón del Yemen, Chamaeleo calyptratus (400x y 800x).  Figura 42. Coccidios del género Eimeria spp. en las heces de una Pogona vitticeps (800x).

• Criptosporidios intestinales. Es muy frecuente encontrarlos en los animales que provienen de criaderos poco higiénicos. Los criptosporidios suelen afectar a saurios de la familia Eublepharidae, Iguanidae y Agamidae (fig. 51), provocando una pérdida importante de peso en los animales afectados (figs. 44 y 45). En Iguana iguana se ha podido constatar algún caso de criptosporidiosis faríngea. Esta enfermedad provoca una hinchazón de la faringe y un abultamiento de las membranas timpánicas (figs. 47-50). No existe un tratamiento eficaz para eliminar a estos microsporidios del intestino de los lagartos, pero se puede controlar su multiplicación administrando dosis elevadas de paromomicina (300-350 mg/kg PO). • Hongos. Como sucede en las tortugas, la elevada presencia de hongos filamentosos o levaduras en las heces, es también indicativa de una infección digestiva en los saurios. Suele ser secundaria a otros procesos, sin embargo es conveniente tratarla con sustancias antifúngicas como el ketoconazol o la nistatina.

Figura 43. Coccidios del género Eimeria spp. y huevo de oxiúrido en las heces de una Pogona vitticeps. Se aprecia la diferencia de tamaño entre los coccidios y el huevo (200x).

 Figura 44. Criptosporidiosis en un Eublepharis macularius. El animal presenta una marcada caquexia, con pérdida de la musculatura temporal de la cabeza.

Figura 45. Detalle de la cola  consumida del mismo animal.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS y pARASItARIAS

Figura 46. Criptosporidios. Observación directa de las heces de una serpiente que presentaba hinchazón en la zona media del cuerpo, dilatación del estómago e hipertrofia de la mucosa gástrica. Tinción con lugol (1.000x).

Figura 51. Preparación histológica de criptosporidios en la mucosa gástrica de un agámido, Physignathus cocincinus. Hematoxilina y eosina (400x). Imagen cedida por Carles Juan-Sallés, LV, Dipl. ACVP, patólogo de animales exóticos, salvajes y parques zoológicos.

47

Figura 52. Trimetoprim sulfametoxazol. Se utiliza para tratar inicialmente los coccidios en dragones barbudos y en camaleones.

48

Figuras 47-48. Detalle de la cabeza de una Iguana iguana con criptosporidiosis faríngea.

Figura 49. La misma iguana 15 días después del tratamiento con paromomicina a dosis de 100 mg/kg PO durante 15 días.

Figura 50. Iguana iguana con criptosporidiosis. En este animal se observan los oídos claramente aumentados de tamaño.

OBSERVACIONES Los parásitos intestinales en los saurios son la tercera causa de mortalidad cuando se mantienen como mascotas. En la naturaleza, la mayoría de los animales poseen una cierta cantidad de parásitos intestinales, sin que éstos influyan en su crecimiento, en la absorción de nutrientes o en otras funciones. Una buena higiene y una profilaxis adecuada que incluya una desparasitación sistemática, minimizan

el riesgo de contraer parásitos intestinales en los saurios. Por otra parte, en grupos extensos de animales, se recomienda una desparasitación basada en los resultados de las observaciones de los análisis directos. Se debe evitar la introducción de animales nuevos en poblaciones correctamente desparasitadas sin una cuarentena previa y una desparasitación preventiva.

219

220

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

CASO ClíNICO 48

Fracturas de caparazón en tortugas de diferentes especies

RESEñA DE lOS pACIENtES Especie

Tortugas de varias especies acuáticas y terrestres (Trachemys spp., Testudo spp., Geochelone spp., Agrionemys horsfieldii).

Motivo de la consulta

Lesiones en el caparazón.

HIStORIA ClíNICA

DIAGNÓStICO DIFERENCIAl

En esta ocasión, se muestran varios casos de tortugas con lesiones en el caparazón causadas por diferentes tipos de traumatismos: caídas, arrollamientos, con objetos cortantes y mordeduras (principalmente de perro).

El diagnóstico en estos casos es simplemente el de traumatismo o mordedura. Lo más importante es valorar el estado en el que se encuentra el animal en el momento de la visita a la clínica. Algunos de los animales han sufrido hemorragias profusas e incluso daños en estructuras internas que requieren un tratamiento de urgencia previo a la reparación del caparazón.

SíNtOMAS ClíNICOS Se observan lesiones en distintas partes del caparazón y del peto. Concretamente hay varios animales con fracturas en las placas marginales, en el peto o en el espaldar.

EXplORACIÓN DE lOS ANIMAlES En todas las tortugas se observan lesiones en diferentes partes del espaldar o del peto. A continuación, se muestra cómo estabilizar dichas lesiones en varias tortugas del género Trachemys spp., Testudo spp., Geochelone spp. y Agrionemys horsfieldii, causadas por mordedura de perro y traumatismos consecuencia de la caída desde un balcón, por aplastamiento (arrollada por un coche) o por heridas realizadas con herramientas cortantes (cortacésped) (figs. 3-52).

Figura 1. Toma de una muestra sanguínea de la vena yugular derecha en una Terrapene carolina.

pRUEBAS COMplEMENtARIAS DE EXplORACIÓN En ocasiones, es necesario realizar radiografías o ecografías para revisar el estado de los huesos y de los órganos internos. Se extrae siempre una muestra de sangre para evaluar el hematocrito. En el caso de hematocritos inferiores al 10% se recomienda una transfusión de sangre (figs. 1-2 y 45-47). La toma de la muestra de sangre se suele obtener de la vena yugular del lado derecho (fig. 2).

Figura 2. Transfusión  de sangre a una tortuga de tierra que presentaba un hematocrito inferior al 9%. Se utiliza una palomilla naranja de 25G con alargadera (Venofix®) que se introduce en la vena yugular; la sangre se tiene que inocular lentamente.

tRAUMAtOlOGíA

1. tRAUMAtISMO pOR CAíDA

Figura 4. Lesiones del plastrón y de la zona entre el peto y el espaldar de Lula.

Figura 3. Lula, Trachemys scripta que había sufrido una caída desde un quinto piso. Se realiza un vendaje con esparadrapo y vendas elásticas tipo Vetrap® 3M para estabilizar las zonas fracturadas y evitar hemorragias.

Figura 5. El peto se lija con papel de vidrio para fijarlo posteriormente con resinas.

Figura 6. Con una hoja de bisturí del n° 23 se extiende la resina Epoxi a ambos lados de la fractura.

Figura 7. Se coloca una fina capa de fibra de vidrio que se mezcla con la resina Epoxi. Ésta polimeriza sobre la fibra de vidrio creando una capa muy resistente e impermeable que se seca en 5-7 minutos. No se debe ubicar a la tortuga en el agua hasta pasadas unas 24 horas.

 Figura 9. Se deja al animal en esta posición un mínimo de 10-15 minutos para que polimerice la resina y solidifique. Con el dedo cubierto con un guante de látex podemos tocar la resina para ver si está pegajosa o bien si ya se ha endurecido. Si se exponen las resinas al sol directo o a una fuente de luz ultravioleta, aumentará la rapidez de polimerización del compuesto.

Figura 8. Se procede del mismo modo en las otras zonas fracturadas.

221

222

reptiles

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

2. tRAUMAtISMO pOR CAíDA

Figura 10. Tras caer de un piso, esta tortuga se fracturó las placas marginales supracaudales y de la zona nucal. Se observa la malla de fibra de vidrio (que se pueden adquirir en tiendas de aeromodelismo o en grandes ferreterías) y la resina Epoxi.

 Figura 11. Se prepara la resina mezclando los dos componentes.

Figura 13. Se aplica la resina sobre el caparazón y se coloca la malla de fibra de vidrio.

Figura 14. Con la Dremel® se taladran ambos lados de la zona del caparazón fracturado para colocar los cerclajes con alambre o hilo de acero inoxidable.

Figura 15. Se colocan los cerclajes,

Figura 16. ... se fijan los alambres,

Figura 12. Fractura de las placas marginales caudales. 

Figura 17. ... y se cubren con resina Epoxi para aumentar la estabilidad de la zona fracturada.

tRAUMAtOlOGíA

3. tRAUMAtISMO pOR ARROllAMIENtO/AtROpEllO

Figura 19. Colocamos en la zona de la herida pomada F10.  Figura 18. Tortuga del género Trachemys scripta scripta. El animal vive en un garaje y su propietario la atropelló al salir con el automóvil. Presenta una fractura única en el plastrón, aunque muy profunda y desplazada. La herida se desinfecta con gasas impregnadas en clorhexidina al 2%.

 Figura 20. La fractura se sella con resina Epoxi y fibra de vidrio.

Figura 21. Como el desplazamiento de la parte ósea es considerable, se coloca una jeringuilla de insulina cortada a conveniencia para que se mantenga la distancia correcta entre las placas gulares y nucales (a modo de columna). Este tubito se fija con la misma resina.

Figura 22. Se comprueba que el fragmento de hueso del peto fracturado quede bien colocado.

Figura 23. Material utilizado para colocar los cerclajes en los huesos rotos del caparazón de las tortugas.

223

224

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

4. tRAUMAtISMO pOR MORDEDURA

Figura 24. Tortuga de tierra mordida por un Pastor Alemán. Se pueden apreciar las laceraciones en el plastrón y la fractura de la placa gular. La crema de color blanquecino que se observa en la zona de la herida es Silvederma®.

Figura 25. Se anestesia al animal con Alfaxan® y se taladra el peto para colocar un cerclaje.

Figura 27. Vista de la placa fracturada y el cerclaje. Figura 28. Se pulen los cabos de acero para evitar que se rasque o se ensucie la herida. Esta tortuga se trató durante semanas con enrofloxacina y ceftazidima.  Figura 26. Se coloca el alambre de acero inoxidable y se anuda.

tRAUMAtOlOGíA

5. tRAUMAtISMO pOR CAíDA

Figura 29. Agrionemys horsfieldii. Presenta una fisura en la zona de unión entre el caparazón y el plastrón. Se repara con resina y fibra de vidrio.

Figura 30. Detalle de la malla de fibra de vidrio y de la resina polimerizada. 

tRAtAMIENtO y SEGUIMIENtO DEl CASO En estos casos es importante incidir en las distintas maneras de abordar el tratamiento de las lesiones por mordedura o traumatismo del espaldar y del peto. Ante hematocritos muy bajos, se deben realizar transfusiones de sangre. El donante puede ser cualquier tortuga sana de un peso adecuado. Se suele extraer un 0,7% de su peso (empleamos 1 ml de citrato sódico por cada 6 ml de sangre del donante). Se utiliza la vena yugular tanto para la extracción como para la administración de la sangre al receptor (figs. 1 y 2). La forma de inmovilizar las zonas fracturadas del caparazón varía en función de la localización, la pérdida de masa ósea y del estado general del animal en ese momento. Lo primero que se debe hacer es limpiar las heridas, inmovilizar las zonas fracturadas del caparazón y envolverlas con gasas, vendajes y esparadrapo. Para restaurar el caparazón se usan resinas Epoxi (Araldit rápido®) (figs. 10 y 20), resinas de dentista (resinas acrílicas), fibra de vidrio (malla fina de aeromodelismo) (figs. 8, 10, 13, 20, 29 y 30), cerclajes, grapas, etc. (figs. 14, 15, 25-28,

32-34 y 40-42). En cada caso, se describe un tratamiento diferente, ya que es interesante conocer las distintas opciones empleadas para estabilizar las fracturas del caparazón de los quelonios. Las zonas con déficit de material óseo se pueden cubrir con apósitos hidrofílicos tipo Varihesive® (figs. 36-39) o con mallas de polipropileno (Premilene® Mesh) o membranas de colágeno (Lyoplant®) (figs. 48 y 49). Además de tratar las lesiones del espaldar y del peto, se suele hospitalizar a las tortugas y medicarlas con antibióticos. Se combina enrofloxacina (Alsir® o Baytril®) o marbofloxacina (Marbocyl FD 1%®) con ceftazidima (Fortam®) o piperacilina (piperazilina/Tazobactam®) (figs. 52a y 52b) y, si se sospecha de infección ósea, se usa también clindamicina (Dalacín®) y metronidazol. Se rehidrata a los quelonios con suero mediante inyecciones intracelómicas o epicraneales, y se administra alimentación forzada con sonda rígida o flexible (colocación de sonda mediante esofagostomía) (ver figs. 6-13 del caso 40).

225

226

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

6. tRAUMAtISMO pOR CAíDA

Figura 31. Trachemys spp. Tortuga de agua dulce con fractura del plastrón.

Figura 32. Se colocan dos tornillos a ambos lados de la fractura.

Figura 33. Entre los tornillos se coloca una sutura metálica.

Figura 34. Los lados de la fractura quedan sujetos por los tornillos y la sutura.

 Figura 35. Se refuerzan los cerclajes y se cubren los cabos de acero inoxidable colocando sobre la fractura una pasta para reparar tuberías Pattex® o masilla reparadora de Ceys®.

tRAUMAtOlOGíA

7. tRAUMAtISMO pOR OBJEtO CORtANtE

Figura 36. Lesión en la parte caudal del caparazón de una Tortuga de las Estepas Rusas (Agrionemys horsfieldii) provocada por una máquina cortacésped.

Figura 37. La herida se limpia mediante bastoncillos de algodón impregnados en sustancias antisépticas (clorhexidina).

Figura 39. Apósito hidrocoloide usado en este caso.

Figura 38. Una vez limpia y desinfectada la herida, se coloca un apósito hidrocoloide para cubrir el defecto de material córneo y óseo. Este apósito se cambia semanalmente. El animal se trata con metronidazol y ceftazidima durante cinco semanas. A los dos meses la tortuga ha generado una cicatriz fibrosa que sustituye el fragmento de caparazón perdido en el accidente.

227

228

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

8. tRAUMAtISMO pOR CAíDA

Figura 40. Geochelone sulcata (actualmente Centrochelys sulcata), macho adulto de 35 kg. El animal se cayó por un terraplén y chocó contra un muro de cemento, fracturándose las placas marginales anteriores izquierdas.

Figura 41. Se opta por colocar cerclajes con tornillos fijados directamente sobre el caparazón.

9. tRAUMAtISMO pOR CAíDA  Figura 42. Tortuga de caparazón blando norteamericana del género Apalone spp. (A. muticus). El animal cayó de las manos del propietario al suelo y se fracturó el peto. Para estabilizar la fractura, que inicialmente era muy pequeña, se colocó una grapa inteligente (se abre al aplicar frío y se cierra al aumentar la temperatura) y unos cerclajes con sutura de prolipropileno de grosor cero.

Figura 43. En la radiografía se aprecia la zona de fisura marcada con flechas.

Figura 44. La tortuga dos meses después de la caída con las heridas totalmente cicatrizadas.

tRAUMAtOlOGíA

10. tRAUMAtISMO pOR CAíDA

Figura 45. Tortuga de Florida (Trachemys scripta elegans) en el momento de la exploración tras sufrir una caída desde un séptimo piso. Las lesiones externas aparentemente no eran muy graves; sin embargo, los propietarios se percataron de que el animal había perdido una gran cantidad de sangre.

 Figura 46. Detalle de los ojos. Se observan muy hundidos lo que es indicativo de una deshidratación severa. Figura 47. Hematocrito inferior al 7%. Se planteó la eutanasia de esta tortuga debido a su grave estado. En el momento de la visita no respondía prácticamente a los estímulos externos y requería (para intentar salvarla) una transfusión de sangre y hospitalización intensiva que el propietario no podía costear.

 Figura 48. Lyoplant®, membrana/ malla de colágeno que se une a la estructura córnea del quelonio. Se utiliza en tortugas que han perdido una gran parte del espaldar o de la piel.

 Figura 49. Premilene® Mesh, malla de polipropileno no absorbible. En ocasiones, se usa para déficits extensos de piel o de caparazón en las tortugas.

229

230

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

11. tRAUMAtISMO pOR MORDEDURA OBSERVACIONES Existen distintas maneras de resolver una fractura de caparazón en una tortuga. En los diferentes casos descritos mostramos diversos métodos de tratamiento de una lesión de caparazón, para que se vean distintas opciones. En cualquier caso, se debe buscar la manera más sencilla y lógica de inmovilización que procure un mayor confort al animal. A continuación se detalla una serie de materiales y componentes que son útiles a la hora de reparar caparazones de tortugas (se pueden ver en las diversas figuras de los casos expuestos).

Figura 50. Tortuga de tierra mordida por un perro. En la zona donde falta caparazón y piel se opta por colocar una membrana de colágeno para facilitar la cicatrización de los tejidos dañados.

MAtERIAlES útIlES pARA REpARAR CApARAzONES

Figura 51. La membrana de colágeno se fija con esparadrapo de papel y se cambia cada semana. El animal evoluciona correctamente y no pierde el apetito.

Figuras 52a y 52b. Piperacilina/Tazobactam es una penicilina de última generación muy útil para controlar los gérmenes Gram (-). Es un antibiótico difícil de encontrar, a los autores se lo suministran compañeros que trabajan en Francia o Andorra.

• Vertex® (polímero acrílico utilizado en odontología). • Araldit rápido® (resina Epoxi). • Pasta para reparar tuberías: Pattex®, Ceys® (a base de resinas Epoxi). • Tornillos de acero inoxidable. • Alambre de acero inoxidable. • Papel de vidrio para lijar el caparazón. • Alcohol o acetona para desengrasar las superficies donde aplicaremos las resinas. • Grapas inteligentes. • Cerclajes con suturas del 0 o del 1 de polipropileno (Premilene®) o con acero inoxidable. • Tenazas, cortalambres. • Dremel® (para taladrar el caparazón y fijar los cerclajes). • Clavos intramedulares de diferente grosor (para realizar los agujeros y fijar los cerclajes). • Pomadas con antibióticos (pomadas oftálmicas) o Pomada F10 bactericida. • Vetrap®, esparadrapos, gasas, etc. • Vendajes tipo Tegaderm®, Varihesive®, membranas de colágeno (Lyoplant® de B.Braun) y mallas sintéticas de polipropileno (Premilene Mesh® de B.Braun).

tRAUMAtOlOGíA

CASO ClíNICO 49

Fractura de peto, hipocalcemia y celiotomía en una Tortuga de Caparazón Blando Americana (Apalone mutica)

RESEñA DEl pACIENtE Especie

Tortuga de Caparazón Blando Americana (Apalone mutica).

Sexo

Hembra.

Motivo de la consulta

Una fractura de peto causada por un traumatismo, posteriormente acompañada de una retención de huevos.

HIStORIA ClíNICA

SíNtOMAS ClíNICOS

Dartañán es una tortuga que anualmente se somete a una revisión veterinaria (fig. 1). En años anteriores, la paciente ha realizado varias puestas de huevos durante los sucesivos meses de junio. El animal está bien alimentado y las condiciones ambientales de su hábitat son las adecuadas. Vive en un acuario de 200 litros que posee un filtro. El agua se saliniza con cloruro sódico (sal marina) en una proporción de una cucharadita por cada 10 litros de agua. Hace cuatro años, el quelonio padeció un problema de piel que se trató desinfectando la dermis con povidona yodada y con una pomada para las heridas a base de sulfadiazina argéntica (Silvederma®). En esta ocasión, los propietarios acuden a la clínica porque el animal se les ha caído de las manos desde aproximadamente un metro de altura. La tortuga presenta heridas en el peto y también se aprecia una fractura en el hioplastrón (hueso que forma el peto).

La tortuga muestra una herida abierta a nivel del hueso del peto, por delante de la unión con el espaldar. Se observa la zona ósea expuesta y ha perdido una reducida cantidad de sangre por la herida, aunque no manifiesta ningún otro síntoma.

Figura 1. Dartañán, Trionyx muticus, actualmente clasificada como Apalone mutica. 

EXplORACIÓN DEl ANIMAl El animal presenta dos heridas traumáticas en el peto como consecuencia de la caída, que dejan a la vista el tejido subcutáneo y el hueso. La tortuga se muestra activa y no manifiesta ningún otro síntoma.

DIAGNÓStICO DIFERENCIAl • Primer diagnóstico: cortes en la piel y fractura en el hueso del peto. Las heridas están aparentemente limpias. • Segundo diagnóstico: hipocalcemia y distocia.

pRUEBAS COMplEMENtARIAS DE EXplORACIÓN Se realiza una radiografía para valorar las fracturas de los huesos del caparazón. En visitas posteriores se llevan a cabo nuevas radiografías y un análisis de sangre completo.

DIAGNÓStICO FINAl Se constata la fractura del hueso del peto (figs. 2 y 3). Tres meses después se observa la no unión de los huesos del peto (figs. 4 y 5). En una visita posterior se diagnostica una hipocalcemia y distocia (figs. 11-13).

231

232

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

Figura 2. Radiografía DV. Se aprecia la fisura en los huesos del hioplastrón.

Figura 4. Radiografía DV realizada tres meses después de la caída. Se aprecia la zona fisurada sin formación de callo óseo.

Figura 3. Detalle de la fisura de los huesos del plastrón.

 Figura 5. Detalle de la zona de no unión. Se observa la elevada densidad ósea de los huesos del peto que se muestran en la radiografía muy radiopacos.

tRAtAMIENtO y SEGUIMIENtO DEl CASO Inicialmente se desinfectan las heridas del animal con povidona yodada y pomada de sulfadiacina argéntica (Silvederma®). Se recomienda que guarde reposo y limitar su tiempo dentro del agua. La piel se mantiene húmeda envolviendo a la tortuga con toallas mojadas. Una semana después, la zona de la herida más profunda que afecta al hueso se encuentra infectada y separada (fig. 6). La solución que se plantea es anestesiar al animal, legrar la zona afectada y colocar suturas y cerclajes para estabilizar la fractura del hueso del caparazón. En este caso se usan suturas de polipropileno de 2/0 y una grapa que sujeta externamente ambos lados del hueso fracturado actuando como un fijador externo (figs. 7 y 8). La herida se protege con una pomada de Blastoestimulina® que se aplica 1-2 veces al día. El animal se trata con antibióticos sistémicos, en este caso se administra ceftazidima a una dosis de 20 mg/kg IM cada 48 horas. Tras un mes y medio de tratamiento, a Dartañán se le cae la grapa y se le retiran los cerclajes. La piel cierra y cicatriza correctamente (figs. 9 y 10) y, sin embargo, el hueso del peto no se encuentra unido (figs. 4, 5 y 13).

Figura 6. En la piel de la zona correspondiente a la fisura ósea se aprecia una herida infectada. Se coloca una grapa y tres cerclajes con sutura de polipropileno de 2/0.

tRAUMAtOlOGíA

Figura 7. Lesión de la piel tras tres semanas de tratamiento con antibióticos y pomada (Blastoestimulina®). Las heridas de las otras partes del peto ya están prácticamente cicatrizadas.

A la semana vuelven a traer a la tortuga porque se muestra muy apática e inactiva y presenta una pérdida total del apetito. El animal no responde prácticamente a los estímulos externos y mantiene el cuello estirado sin esconderlo durante la exploración (fig. 11). Se le realiza una nueva radiografía, en la que se visualiza una gran cantidad de huevos retenidos, con una cáscara muy fina (figs. 12 y 13). Se le extrae sangre de la vena yugular y se observa que los valores de calcio sérico se encuentran en 5 mg/dl, muy por debajo de los valores normales de 10-12 mg/dl. Se trata a la tortuga con calcio glucobionato a dosis de 100 mg/kg IV, y una hora después de inyectar el calcio se le administra la oxitocina. Tras varias inyecciones de estos dos productos, únicamente se logra que expulse tres de los más de 30 huevos que el animal presenta en su interior. Se opta por operar de urgencia a la tortuga ante la falta de respuesta al tratamiento médico. La cirugía se realiza de forma similar a la celiotomía que se describe en el caso 35, pero en esta ocasión el abordaje quirúrgico se realiza desde la zona inguinal derecha, debido a que las tortugas de caparazón blando tienen un espacio inguinal de mayor tamaño y un peto reducido (fig. 14). Se opta por acceder a través del lado derecho para evitar lesionar la zona de la fractura existente. Se anestesia con alfaxalona (Alfaxan®) a una dosis de 10 mg/kg IV y se mantiene con isoflurano al 3% mediante una máquina de anestesia inhalatoria. Se extraen los oviductos con los huevos descalcificados en su interior y los dos ovarios (figs. 15-27). Se sutura la membrana celómica y la musculatura prefemoral con polipropileno de 3/0, siguiendo un patrón simple continuo. La sutura de la piel se realiza con puntos simples en U.

Figura 8. Detalle de la “grapa inteligente” que se coloca para fijar las dos partes del hueso fisurado.

Figura 9. Piel del peto cicatrizada tras un mes y medio de tratamiento.

 Figura 10. Detalle de la cicatriz.

233

234

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

Figura 11. Dartañán tras la recuperación de la fractura y la lesión del peto. La tortuga presenta bajo tono muscular y prácticamente no responde ante los estímulos dolorosos. Los niveles de calcio sérico son inferiores a 5 mg/dl.

Figura 12. Radiografía DV. La tortuga se muestra apática y débil. Se observa una pérdida importante de densidad ósea y la presencia de numerosos huevos redondos poco calcificados.

Figura 13. Detalle de los huevos y de la zona de no unión del peto.

Figura 14. Preparamos a Dartañán para la cirugía. La colocamos en decúbito dorsal para acceder a la cavidad celómica desde la zona inguinal derecha

La recuperación del animal tras la cirugía es perfecta. A las 24 horas la tortuga comienza a moverse y a las 72 horas acepta el alimento. Cuatro días después de la intervención quirúrgica se le da el alta. En su casa prosigue el tratamiento con antibióticos, se medica con ceftazidima a dosis de 20 mg/kg cada 72 horas durante un mes. A los 45 días se le caen los puntos de la piel y el animal recupera su estado habitual (fig. 28). Un mes y medio después de la cirugía, la propietaria de Dartañán observa una zona hinchada en su extremidad anterior izquierda. También constata que desde que se le realiza la operación, el animal camina un poco torpe y apoya incorrectamente dicha extremidad. Se revisa en la clínica y se observa un abultamiento duro a la palpación y no doloroso, en la extremidad anterior izquierda (figs. 29 y 30). Se realiza una radiografía y una bioquímica sérica cuyos valores son normales.

La radiografía revela la presencia de un esqueleto muy radiopaco (recuperado totalmente de la descalcificación de las anteriores puestas), sin embargo, una de las falanges de la extremidad anterior izquierda aparece desmineralizada (figs. 31 y 32). Se le practica una punción con aguja fina de la zona aumentada de tamaño y se descarta la presencia de células inflamatorias, bacterias o células tumorales. Se observan algunas células gigantes multinucleadas, probablemente osteoclastos. Finalmente, se llega a la conclusión de que se trata de tejido osteodistrófico. La tortuga ha sufrido descalcificaciones sucesivas de su esqueleto debido a las diferentes puestas de huevos y probablemente, las pequeñas fisuras o reabsorciones de mineral de las falanges desencadenaron la formación de tejido fibroso. En la actualidad, Dartañán tiene ligeramente aumentada de tamaño la falange anterior izquierda, sin embargo, mueve correctamente la extremidad.

tRAUMAtOlOGíA

SECUENCIA GRáFICA DE UNA OVARIOSAlpINGOtOMíA EN UNA tORtUGA DE CApARAzÓN BlANDO 15

Figura 15. Sección de la zona inguinal derecha para acceder a la cavidad celómica.

18

Figura 18. Se extrae el oviducto del lado derecho.

16

Figura 16. Para tener acceso a la musculatura abdominal se extrae una porción de grasa subcutánea (muy abundante en esta zona).

19

17

Figura 17. Mediante disección roma de la musculatura se accede a la cavidad abdominal.

20

Figuras 19 y 20. Se extraen los huevos descalcificados que se encuentran en el interior de los oviductos.

21

22

23

24

25

26

Figuras 21-25. Se sacan ambos ovarios y se extirpan con la ayuda de pinzas hemostáticas, bisturí eléctrico y suturas metálicas (Hemoclips® y Ligaclips®).

 Figura 27. Se cierra la musculatura con sutura continua de polipropileno de 3/0.

Figura 26. Ovario y oviducto tras su extracción.

235

236

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

reptiles

OBSERVACIONES Cuando un tratamiento médico no funciona en un reptil es importante plantear siempre al propietario la opción de la cirugía. Numerosos animales que no responden a un tratamiento de estimulación hormonal evolucionan satisfactoriamente tras una cirugía, por lo que se debe aconsejar la operación de estas mascotas. Cuando se actúa a tiempo en los casos

de distocias, existe un porcentaje de éxito muy elevado, sobre todo en iguánidos, tortugas y camaleones. Aunque la esterilización preventiva no es una práctica habitual en el mundo de los quelonios, se suele recomendar cada vez más a los propietarios que las esterilicen para evitar los problemas distócicos y las descalcificaciones.

Figura 28. Tortuga totalmente recuperada al mes y medio de la celiotomía.

Figura 29. Extremidad anterior izquierda aumentada de tamaño.

 Figura 31. Radiografía del tercio anterior de Dartañán. Se observa la falta de material óseo en la primera falange del dedo medial de la mano izquierda (a la derecha de la imagen radiográfica).

Figura 30. Detalle del peto en el que se aprecia la zona inguinal cicatrizada y la mano izquierda hinchada.

Figura 32. Detalle de la radiografía de la mano izquierda de la tortuga. Se aprecia la zona de resorción ósea. En lugar del hueso mineralizado se ha formado un tejido osteodistrófico. 

tRAUMAtOlOGíA

CASO ClíNICO 50

Fractura del fémur por traumatismo en una Rana Australiana (Litoria caerulea)

RESEñA DEl pACIENtE Especie

Rana Australiana (Litoria caerulea).

Motivo de la consulta

El día anterior los propietarios la pisan sin querer. No mueve correctamente una de las dos extremidades posteriores.

HIStORIA ClíNICA

SíNtOMAS ClíNICOS

Rana australiana de la especie Litoria caerulea (fig. 1). El animal vive en un terrario aclimatado adecuadamente (figs. 2a y 2b), con plantas naturales y un sistema de nebulización automático con bomba de agua a presión (fig. 3). La fuente de luz del terrario tiene una pequeña proporción de radiación ultravioleta B. La rana está correctamente alimentada (figs. 4-6). A veces el anfibio se escapa del terrario porque los propietarios dejan una de las puertas entreabiertas para facilitar la ventilación. El día anterior a la visita, al entrar en la habitación donde está el terrario, pisaron sin querer al anuro que estaba libre en el suelo. El animal se quedó flácido y no respondía a los estímulos externos. Los propietarios tiraron el animal al cubo de basura creyendo que había muerto. A la mañana siguiente, para sorpresa de los propietarios, la rana estaba encima del cubo, con una extremidad rota y una herida abierta a nivel del fémur. Los propietarios deciden traerla a la clínica (fig. 7).

La rana no mueve correctamente una de las extremidades posteriores (fig. 1). Se puede observar a simple vista la extremidad posterior derecha ligeramente doblada a nivel del muslo. El resto de la exploración es normal, sin otros traumatismos ni lesiones remarcables. a

b

Figura 2a. Terrario adaptado para mantener en cautividad anuros. Figura 2b. Detalle de la ornamentación del terrario. Se observan varias plantas epífitas naturales y el sistema de riego automático de agua. 

Figura 1. Rana Australiana, Litoria caerulea, en el momento de la visita. Se aprecia la zona del muslo de la extremidad posterior derecha doblada.

 Figura 3. Bomba de agua de alta presión para crear la lluvia artificial.

237

238

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

anfibios

Figura 4. Alimento para ranas: gusano de la harina (Tenebrio molitor).

Figura 5. Alimento para ranas: grillo marrón doméstico (Acheta domestica).

EXplORACIÓN DEl ANIMAl El anuro tiene una fractura abierta en la extremidad posterior derecha. Se visualiza el hueso roto en la parte ventral del muslo. La rana está aparentemente normal salvo la fractura visible. Su peso en el momento de la visita son 32 gramos (fig. 7).

pRUEBAS COMplEMENtARIAS DE EXplORACIÓN Se realiza una radiografía para valorar el tipo de fractura y el estado de mineralización de los huesos (fig. 8). Se observan tres elementos de fractura: un pequeño fragmento óseo con bastante separación entre las dos partes de la diáfisis, una fractura en la zona media de la diáfisis femoral y una fractura en el hueso de la pelvis, en el ala del íleon derecho (figs. 9a y 9b).

Figura 6. Alimento para ranas: gusano de la miel (Galleria mellonella).

Figura 8. Litoria caerulea encima de un casete de radiografía (películas y pantallas de mamografía), preparada para realizar una placa en proyección dorsoventral. 

Figura 7. Anuro en el momento de su exploración y pesado en la clínica. Se aprecia la extremidad totalmente doblada, mostrando la cara ventral del muslo y pie.

tRAUMAtOlOGíA

 Figura 9a. Radiografía en proyección dorsoventral, en la que se aprecia la fractura de la diáfisis femoral y la del ala del ilion derecho.

 Figura 9b. Detalle en el que se aprecian las fracturas del fémur y del ilion.

SECUENCIA GRáFICA DE lA EStABIlIzACIÓN qUIRúRGICA DE UNA FRACtURA EN UNA RANA AUStRAlIANA

Figura 11. Anestesia con isofluorano mediante mascarilla.

Figura 12. Detalle del hueso fracturado. Se introduce la aguja en la cavidad medular, con la ayuda de hisopos de algodón estériles.

Figura 13. Aspecto de la extremidad afectada una vez reducida la fractura.

Figura 14. Animal recuperándose tras la cirugía. Se puede apreciar la coloración oscura de la piel.

239

240

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

anfibios

Figura 15. Radiografía del anuro tras la intervención. Se ve la aguja correctamente colocada en la cavidad medular.

Figura 16. La rana a las 24 horas de ser operada. Recupera la coloración habitual y se le da el alta.

DIAGNÓStICO Fractura abierta del fémur derecho por traumatismo.

tRAtAMIENtO y SEGUIMIENtO DEl CASO Ante la imposibilidad de inmovilizar la extremidad se sugiere la posibilidad de colocar una aguja intramedular. Los propietarios nos dan el visto bueno para intentar recuperar la extremidad traumatizada. Como anestésicos utilizamos propofol intracelómico (Propovet®) a dosis de 1 mg/kg, junto a isoflurano administrado mediante mascarilla y goteo directo sobre la piel. Para llevar a cabo el procedimiento quirúrgico se prepara una aguja de 25G larga, de 35 mm a la que se quita el rácor para obtener la longitud adecuada (fig. 10). Al no disponer de agujas intramedulares tan finas, colocamos la aguja de 25G de tal manera que la punta queda insertada en la zona esponjosa de la epífisis proximal del fémur, mientras el otro extremo sale por la parte distal del hueso. A continuación se dobla la aguja y la cubrimos con una “bolita” de pasta reparadora (figs. 11-16). Para finalizar se sutura la musculatura y la piel con sutura de polipropileno de 5/0, con patrón simple continuo. La parte más compleja del proceso quirúrgico es el posoperatorio. Tras la cirugía al animal se le sumerge en suero fisiológico atemperado para eliminar los restos de anestésico.

Se medica con amikacina intramuscular a dosis de 5 mg/kg cada 24 horas durante 15 días (fig. 17), y se coloca en la zona de piel suturada pomada Silvederma®. El animal manifiesta timpanismo dos días después de la cirugía, por lo que el estómago se sonda varias veces y se añade a la dieta papilla Royal Canin Instant Diet® y cinitaprida (Cidine®) a dosis de 1 ml/kg PO (fig. 18). Finalmente se controla el timpanismo digestivo. A los 15 días de ser operada la rana se examina, y se comprueba que evoluciona correctamente. Se cita para retirar la aguja intramedular al mes de la cirugía. Se le realiza una radiografía de control a los 30 días poscirugía y se extrae la aguja intramedular al constatar que se ha formado el callo óseo (figs. 19-23). El fragmento de fémur pasa a formar parte del callo óseo, y el íleon derecho en el momento de la revisión poscirugía permanece no unido, aunque no supone una dificultad para andar.

 Figura 10. Aguja de 25G que colocamos para alinear el fémur fracturado.

tRAUMAtOlOGíA

Figura 17. Antibiótico usado para controlar las infecciones secundarias.

Figura 18. Producto usado para aumentar la motilidad intestinal y así facilitar la eliminación del gas intestinal.

OBSERVACIONES La dificultad para tratar anfibios radica generalmente en el tamaño de los animales y sus características anatomofisiológicas particulares. Aunque son mascotas poco frecuentes en la clínica diaria, he considerado oportuno mostrar este caso, ya que con unas simples nociones básicas podemos tratar correctamente a este tipo de animales.

Figura 19. El anuro en el momento de su revisión al cabo de 30 días poscirugía. Los propietarios la trasladan en un fauna-box.

Como bibliografía quiero mostrar las imágenes de las portadas de un par de libros y de una revista que pueden ser de mucha utilidad para las personas interesadas en esta especie (figs. 24-26). También podéis consultar en el blog de la Clínica Veterinaria Exòtics una conferencia que hemos dado sobre el mundo de los anfibios que complementan estos casos clínicos sobre anfibios (http://clinicaveterinariaexotics. com/blog/) buscar la entrada del 19 de marzo de 2010.

Figura 20. Detalle de la extremidad afectada. Se aprecia la aguja intramedular cubierta en su parte distal con una bolita de resina reparadora. La piel ha cicatrizado correctamente.

241

242

CASOS ClíNICOS DE ANIMAlES EXÓtICOS

anfibios

Figura 21. Radiografía DV de la rana un mes después de la cirugía. Se aprecia la formación de hueso nuevo en la zona de la fractura.

Figura 22. Una vez retirada la aguja, se aprecia la fractura soldada. Se ha formado el callo óseo. El ilion sigue sin soldarse, pero no supone una dificultad para andar.

Figura 23. Detalle del callo  óseo que se ha formado. El pequeño fragmento de la diáfisis se ha incorporado al callo óseo.

Figura 24. Libro de medicina y manejo de anfibios, Amphibian medicine and captive husbandry.

Figura 25. Atlas de medicina de Animales Exóticos. Hay un capítulo muy desarrollado de medicina de anfibios.

Figura 26. Revista especializada en reptiles, anfibios y artrópodos. En ella a menudo aparecen artículos relacionados con los anfibios.